Найти как лечить животных

Контакты для обращений

Бешенство: причины развития, основные симптомы и признаки, современные методы диагностики, лечения и профилактики

Приложение 1

Бешенство: причины развития, основные симптомы и признаки, современные методы диагностики, лечения и профилактики

Бешенство – это опасное инфекционное заболевание, смертельное для человека и большинства животных. Вирус бешенства передается человеку во время укуса больного животного. Человек может заразиться бешенством от диких животных (лиса, песец, волк, енот, летучая мышь и др) и от домашних животных (собак, кошек, домашнего скота).

Вирус бешенства проникает в нервную систему и, размножаясь, приводит к тяжелым нарушениям работы головного и спинного мозга.

Основные симптомы бешенства у человека это: приступы болезненных судорог, боязнь света, звука, повышенное слюноотделение, параличи и, в конечном счете, смерть от остановки дыхания и сердцебиения.

Не существует эффективных методов лечения бешенства после развития симптомов, однако заболевание можно предотвратить, если вовремя начать экстренную профилактику бешенства. Для профилактики бешенства после укуса больного животного используется антирабическая вакцина и антирабический иммуноглобулин. Соблюдение всех правил экстренной профилактики бешенства помогает значительно снизить риск развития заболевания.

Что нам известно о возбудителе бешенства?

Возбудителем бешенства является вирус. Вирус бешенства в большом количестве содержится в слюне больного животного, в то время  как кровь, моча и фекалии больных животных практически незаразны.

Вирус бешенства быстро погибает вне тела животного или человека: губительное действие на вирус оказывают солнечные лучи, практически любые дезинфицирующие средства, а также кипячение в  течение 2 минут.

От каких животных можно заразиться бешенством?

Вирус бешенства передается человеку от больных животных. Заражение бешенством возможно от следующих животных: лисы, еноты, волки, песцы, шакалы, летучие мыши и пр. Заражение также возможно от домашних животных: чаще всего, кошек и собак.

Как происходит заражение бешенством?

Заражение бешенством от больного животного возможно при следующих обстоятельствах:

1. При укусе больного животного
2. При попадании слюны больного животного на поврежденные участки кожи (царапины, ссадины, раны)

Если вы каким-либо образом контактировали со слюной больного (или подозрительного) животного, вам следует немедленно обратиться за медицинской помощью, для проведения профилактики бешенства. Очень редко заражение бешенством происходит при вдыхании пыли или воздуха, содержащего вирус бешенства. Так, например, известны случаи развития бешенства у людей, обрабатывающих шкуры больных лисиц. Заражение бешенством практически исключено при контакте неповрежденной кожи с кровью, мочой или фекалиями больных животных. Также заражение бешенством невозможно при употреблении в пищу мяса больного животного. В этом случае нет необходимости проводить экстренную профилактику бешенства.

Человек, больной бешенством, не может заразить другого человека.

Как распознать бешенство у животных?

Опасность животных, больных бешенством, заключается в том, что они становятся заразны за несколько дней или недель до появления первых симптомов бешенства.

Длительность инкубационного периода бешенства (время от заражения до появления первых признаков) зависит от типа животного, его веса, возраста, и может составлять от одной недели до года.

Ниже представлены основные признаки, наличие которых может указывать на бешенство у животного:

1. Неадекватное поведение. Дикие животные при бешенстве могут терять чувство осторожности, подходить к другим животным и людям. Домашние животные, заражаясь бешенством, также меняют свое поведение: становятся чрезмерно лаcковыми, пугливыми или сонливыми. Не реагируют на команды хозяина, не отзываются на кличку.
2. Измененный аппетит. Животное, больное бешенством, может поедать различные несъедобные предметы, землю.
3. Слюнотечение и рвота являются частыми симптомами бешенства у животного. Также больные звери не могут нормально глотать и часто давятся во время еды.
4. Нарушение координации: животное не может удержать равновесие, при ходьбе шатается.
5. Судороги – это подергивания или сокращения мышц, которые могут затрагивать только одну конечность или все тело.
6. Агрессия является поздним симптомом бешенства и, как правило, через 2-3 дня животное погибает от бешенства. Агрессивное животное особенно опасно, так как оно может заразить других животных или людей.
7. Параличи — это отсутствие движений в одной или нескольких частях тела животного. Часто развивается паралич нижней челюсти, что приводит к ее отвисанию (при этом животное приобретает характерный вид: открытая пасть и вытекающие из пасти слюни).

Что делать, если у домашнего животного появились симптомы бешенства?

Если ваше животное было укушено неизвестным животным или у него появились признаки, характерные для бешенства, как можно скорее обратитесь к ветеринару. Если животное ведет себя агрессивно, то постарайтесь закрыть его в каком-либо помещении (или в клетке) и избегайте контактов с его слюной. Как можно быстрее свяжитесь с ветеринаром.

Единственный способ подтвердить или опровергнуть диагноз бешенства у животного — это наблюдение за ним в течение 10 суток. Если в течение этого периода времени у животного не развились симптомы, характерные для бешенства, и оно не погибло, то диагноз бешенства исключается. Если животное погибло, то участок его мозга отправляют на исследование в лабораторию, которая устанавливает окончательный диагноз.

Что такое антирабическая вакцина?

Антирабическая вакцина, или вакцина против бешенства – это лекарство, которое вызывает выработку иммунитета (антител) против бешенства. Эта вакцина содержит частицы инактивированного (убитого) вируса.

Антирабическую вакцину вводят в случае контакта человека со слюной больного (или подозрительного) животного. Вакцину от бешенства вводят несколько раз: в день обращения за медицинской помощью (очень хорошо, если этот день совпадает с днем укуса), затем на 3, 7, 14, 28 и 90 дни после первой вакцины.

Для экстренной профилактики бешенства не существует противопоказаний. Первые антитела к вирусу бешенства начинают появляться спустя 2 недели после введения вакцины.

Если укус пришелся в наиболее опасные участки тела (шея, голова, руки), то для профилактики бешенства, кроме вакцины, человеку вводится антирабический иммуноглобулин.

Что такое антирабический иммуноглобулин?

Антирабический иммуноглобулин – это антитела к вирусу бешенства, Эти антитела помогают бороться с вирусом бешенства, пока организм не выработает свои антитела в результате вакцинации.

Антирабический иммуноглобулин вводят следующим образом: часть лекарства вводят вокруг укуса (обкалывание раны), а часть вводят внутримышечно.

Введение иммуноглобулина имеет смысл только в первые 3 суток после укуса животного, так как если ввести его позже, он не окажет эффекта.

Во время экстренной профилактики бешенства и в течение минимум 6 месяцев после окончания курса вакцинации ни в коем случае нельзя употреблять алкоголь, перегреваться на солнце, посещать баню, заниматься физически тяжелой работой, переохлаждаться. Несоблюдение этих правил нарушает работу иммунной системы, что может привести к развитию бешенства и смерти.

Симптомы и признаки бешенства у человека

Инкубационный период (время от попадания вируса в организм до появления первых симптомов) у человека зависит от множества факторов: пути заражения, места укуса, величины и глубины раны, возраста, веса человека и пр. Первые симптомы бешенства могут появиться уже спустя 7-10 дней после заражения, либо спустя несколько месяцев (до года).

Наиболее опасными считаются укусы в области головы, шеи, кистей рук. При укусах в эти участки тела вирус бешенства намного быстрее проникает в нервную систему и раньше приводит к появлению симптомов заболевания (меньше, чем через 50 дней после укуса).

Важно понимать, что симптомы бешенства появляются не у всех людей, которых укусило больное животное, а, как правило, у тех, кто не позаботился о срочной профилактике бешенства после контакта с больным животным. Таким образом, даже если у вас был риск заражения, но вы получили курс профилактического лечения, то симптомы бешенства у вас не появятся.

Первые симптомы бешенства, как правило, появляются в области раны от укуса, это онемение кожи или сильный зуд. На фоне этих симптомов могут появляться слабость, головокружение, тошнота, диарея, повышение температуры тела до 37,5С, бессонница.

Через несколько дней температура тела повышается до 40-41С, появляются следующие симптомы бешенства:

1. Приступы болезненных судорог (подергивания мышц), которые появляются спонтанно, либо в ответ на яркий свет, громкий звук, прикосновение.
2. Повышенное слюноотделение (слюнотечение)
3. Затруднения при глотании пищи и проглатывании слюны
4. Изменения в поведении: чрезмерная возбудимость, агрессия

Спустя несколько часов или дней после появления этих симптомов у человека развиваются параличи (отсутствие сокращений в мышцах). Вскоре, в результате паралича наступает остановка дыхания и сердцебиения. Как правило, человек умирает на 7-14 день после появления первых признаков бешенства.

У некоторых людей симптомы бешенства могут быть практически незаметны. Это, так называемое, «немое бешенство», при котором не бывает судорог, слюнотечения, агрессивного поведения. С первых дней заболевания отмечаются сильные головные боли, высокая температура тела, параличи.

Диагностика бешенства

Диагноз бешенства ставится на основании следующих данных:

1. Наличие контакта с больным или неизвестным животным за последний год (учитываются укусы животных и другие возможные контакты со слюной, обработка шкур животных и пр.)
2. Наличие симптомов, характерных для бешенства.
3. Результаты анализов на бешенство у подозрительного животного (если оно было поймано).
4. Результаты анализов на бешенство у человека.

В диагностике бешенства используются следующие методы:

1. Обнаружение антител против вируса бешенства возможно в коже человека (для этого анализа производится биопсия — берут участок кожи с задней поверхности шеи), либо в отпечатке с роговицы глаза.
2. Обнаружение вируса бешенства в слюне и спинномозговой жидкости  человека с помощью ПЦР (полимеразной цепной реакции). Этот метод диагностики возможен только в специальных лабораториях, имеющих соответствующее оборудование.
3. Общий анализ крови при бешенстве может показать увеличение количества моноцитов (клетки, которые отвечают за борьбу с инфекцией).
4. Анализ спинномозговой жидкости также показывает повышение уровня моноцитов.
5. Окончательное подтверждение диагноза возможно только после смерти человека и обследования участков его головного мозга под микроскопом. В нервных клетках человека, умершего от бешенства, обнаруживаются особые включения (точки), которые называются тельцами Негри. Наличие этих телец подтверждает диагноз бешенства.

Лечение бешенства

Не существует эффективных методов лечения бешенства, поэтому все люди, у которых появились симптомы бешенства, умирают. Тем не менее, описано несколько случаев выздоровления от бешенства на фоне проводимого противовирусного лечения (Рибавирином и Амантадином). Однако, к сожалению, эта схема лечения работает крайне редко.

Люди, больные бешенством, получают симптоматическое лечение (при появлении болей – обезболивающие, при появлении судорог – противосудорожные лекарства и т.д.)

Появления симптомов бешенства и смерти можно избежать, если после укуса больного или неизвестного животного вовремя начать профилактическое лечение.

Профилактика бешенства

Для профилактики заражения бешенством все люди, которые часто контактируют с дикими или бездомными домашними животными, должны пройти вакцинацию против бешенства. Прививка от бешенства необходима ветеринарам, охотникам, работникам животноводческих хозяйств, егерям, заводчикам собак и т.п.

Прививка от бешенства ставится несколько раз, по схеме: 0 день (первая прививка), затем через 7 дней и через 30 дней. Через год производится повторное прививание. После этого повторные прививания нужно делать раз в 3 года.

Противопоказания для профилактической прививки от бешенства: острые инфекционные заболевания, аллергия, беременность

Как обезопасить себя и своих детей от бешенства?

Практически любой человек имеет риск заражения бешенством, поэтому следует знать основные правила, соблюдение которых поможет избежать бешенства:

1. Не приближайтесь и не гладьте бездомных животных. Животное может быть заразным еще до появления первых признаков бешенства, когда оно выглядит вполне здоровым. Даже маленький безобидный котенок может стать переносчиком бешенства.
2. Не позволяйте своим детям приближаться к бездомным животным. Объясните, что если ребенка случайно укусит или поцарапает бездомное животное, ему необходимо как можно быстрее сообщить об этом кому-то из родителей.
3. Если у вас есть домашние животные, обязательно вакцинируйте их от бешенства.
4. Мусор вокруг вашего дома является приманкой для диких и бездомных животных, являющихся потенциальными переносчиками бешенства. Соблюдайте чистоту и держите мусорные баки на улице закрытыми.
5. Не оставляйте своих домашних животных без присмотра. Они могут быть атакованы больным животным.
6. Обязательно проконсультируйтесь у ветеринара, если ваш питомец стал себя неадекватно вести.
7. При укусе неизвестного дикого или бездомного животного как можно скорее вымойте руки с мылом, обработайте укус перекисью водорода и йодом, а затем как можно скорее обратитесь к врачу. Бешенство – инфекционный зооноз вирусной этиологии, характеризующийся преимущественным тяжелым поражением центральной нервной системы, угрожающими летальным исходом. Человек заражается бешенством при укусе животных.

Характеристика возбудителя

Бешенство вызывает РНК-содержащий рабдовирус, имеющий пулевидную форму и обладающий двумя специфическими антигенами: растворимый AgS и поверхностный AgV&. В процессе репликации вирус способствует возникновению в нейронах специфических включений – эозинофильных телец Бабеша-Негри. Вирус бешенства довольно устойчив к охлаждению и замораживанию, но легко инактивируется при кипячении, воздействии ультрафиолетового излучения, а также дезинфекции различными химическими реагентами (лизол, хлорамин, карбоновая кислота, сулема и др.).

Резервуаром и источником бешенства являются плотоядные животные (собаки, волки, кошки, некоторые грызуны, лошади и скот). Животные выделяют вирус со слюной, контагиозный период начинается за 8-10 дней до развития клинических признаков. Больные люди не являются значимым источником инфекции. Бешенство передается парентерально, обычно во время укуса человека больным животным (слюна, содержащая возбудителя, попадает в ранку и вирус проникает в сосудистое русло). В настоящее время есть данные о возможности реализации аэрогенного, алиментарного и трансплацентарного пути заражения.

Люди обладают ограниченной естественной восприимчивостью к бешенству, вероятность развития инфекции в случае заражения зависит от локализации укуса и глубины повреждения и колеблется в пределах от 23% случаев при укусах конечностей (проксимальных отделов) до 90% в случае укуса в лицо и шею. В трети случаев заражение происходит при укусе диких животный, в остальных случаях виновниками поражения человека бешенством являются домашние животные и скот. В случае своевременного обращения за медицинской помощью и проведения профилактических мероприятий в полней мере бешенство у инфицированных лиц не развивается.

Патогенез бешенства

Вирус бешенства проникает в организм через поврежденную кожу и распространяется по волокнам нервных клеток, к которым имеет выраженную тропность. Кроме того, возможно распространение вируса по организму с током крови и лимфы. Основную роль в патогенезе заболевания играет способность вируса связывать рецепторы ацетилхолина нервных клеток и повышать рефлекторную возбудимость, а в последующем – вызывать параличи. Проникновение вируса в клетки головного и спинного мозга приводят к грубым органическим и функциональным нарушениям работы ЦНС. У больных развиваются кровоизлияния и отек головного мозга, некроз и дегенерация его ткани.

В патологический процесс вовлекаются клетки коры полушарий, мозжечка, зрительного бугра и подбугорной области, а также ядра черепно-мозговых нервов. Внутри нейронов головного мозга при микроскопии отмечаются эозинофильные образования (тельца Бабеша-Негри). Патологическое перерождение клеток ведет к функциональным расстройствам органов и систем ввиду нарушения иннервации. Из центральной нервной системы вирус распространяется в другие органы и ткани (легкие, почки, печень и железы внутренней секреции и др.). Попадание его в слюнные железы ведет к выделению возбудителя со слюной.

Симптомы бешенства

Инкубационный период бешенство может составлять от пары недель при локализации укуса на лице или шее до нескольких месяцев (1-3) при внедрении возбудителя в области конечностей. В редких случаях инкубационный период затягивался до года.

Бешенство протекает с последовательной сменой трех периодов. В начальном периоде (депрессии) отмечается постепенное изменение поведение больного. В редких случаях депрессии предшествует общее недомогание, субфебрилитет, боль в области ворот инфекции (как правило, уже зажившей к началу заболевания раны). Иногда (крайне редко) место внедрения возбудителя вновь воспаляется. Обычно в этом периоде клиника ограничивается проявлениями со стороны центральной нервной системы (головные боли, расстройства сна, потеря аппетита) и психики (апатия, подавленность, раздражительность, угнетенность и приступы страха). Иногда больные могут ощущать дискомфорт в груди (стеснение), страдать расстройством пищеварения (обычно запорами).

Разгар заболевания (стадия возбуждения) наступает на 2-3 день после появления первых признаков депрессии, характеризуется развитием различных фобий: боязни воды, воздуха, звуков и света. Гидрофобия – боязнь воды – мешает больным пить. Характерное поведение – при протягивании стакана с водой, больной с радостью его берет, но попытка выпить жидкость вызывает приступ парализующего страха, приостановку дыхания и больной бросает стакан. Однако не всегда бешенство сопровождается гидрофобией, что может затруднять диагностику. При прогрессировании заболевания больные страдают от сильной жажды, но ввиду сформировавшегося рефлекса даже вид и шум воды вызывают спазмы дыхательных мышц.

Аэрофобия характеризуется приступами удушья в связи с движением воздуха, при акустофобии и фотофобии такая реакция наблюдается на шум и яркий свет. Приступы удушья кратковременны (несколько секунд), их сопровождают спазмы и судороги мимической мускулатуры, зрачки расширены, больные возбуждены, испытывают панический ужас, кричат, откидывают голову назад. Наблюдается дрожание рук. Дыхание во время пароксизмов прерывистое, свистящее, вдохи – шумные. В дыхании задействована мускулатура плечевого пояса. В этом периоде больные пребывают в агрессивном возбужденном состоянии, много кричат, склонны к бессистемной агрессивной активности (мечутся, могут ударить или укусить). Характерна гиперсаливация.

С прогрессированием заболевания приступы возбуждения становятся все чаще. Отмечается потеря веса, избыточное потоотделение, возникают галлюцинации (слуховые, зрительные и обонятельные). Продолжительность периода возбуждения составляет 2-3 дня, реже удлиняется до 6 суток.

Терминальная стадия болезни – паралитическая. В тот период больные становятся апатичны, их движения ограничены, чувствительность снижена. Ввиду стихания фобических пароксизмов возникает ложное впечатление, что больному стало лучше, однако в это время быстро поднимается температура тела, развивается тахикардия и артериальная гипотензия, возникают параличи конечностей, а в дальнейшем и черепно-мозговых нервов. Поражение дыхательного и сосудодвигательного центра вызывает остановку сердечной деятельности и дыхания и смерть. Паралитический период может длиться от одного до трех дней.

Диагностика бешенства

Есть способы выделения вируса бешенства из ликвора и слюны, кроме того, существует возможность диагностики с помощью реакции флюоресцирующих антител на биоптатах дермы, отпечатках роговицы. Но ввиду трудоемкости и экономической нецелесообразности эти методики не применяются в широкой клинической практике.

В основном диагностику осуществляют на основании клинической картины и данных эпидемиологического анамнеза. К диагностическим методикам, имеющим прижизненный характер, также относят биопробу на лабораторных животных (новорожденных мышах). При заражении их выделенным из слюны, ликвора или слезной жидкости вирусом, мыши погибают через 6-7 дней. Гистологический анализ ткани головного мозга умершего больного позволяет окончательно подтвердить диагноз в случае выявления в клетках телец Бабеша-Негри.

Лечение бешенства

В настоящее время бешенство является неизлечимым заболеванием, терапевтические мероприятия носят паллиативный характер и направлены на облегчение состояния пациента. Больные госпитализируются в затемненную шумоизолированную палату, им назначают симптоматические средства: снотворные и противосудорожные препараты, обезболивающие, транквилизаторы. Питание и регидратационные мероприятия осуществляют парентерально. Сейчас идет активное опробование новых схем лечения с помощью специфических иммуноглобулинов, иммуномодуляторов, гипотермии головного мозга и методик интенсивной терапии. Однако до сих пор бешенство является смертельным заболеванием: летальный исход наступает в 100% случаев развития клинической симптоматики.

Профилактика бешенства

Профилактика бешенства в первую очередь направлена на снижение заболеваемости среди животных и ограничение вероятности укуса бродячими и дикими животными человека. Домашние животные в обязательном порядке подвергаются плановой вакцинации от бешенства, декретированные категории граждан (работники ветеринарных служб, собаколовы, охотники и т.д.) проходят иммунизацию антирабической вакциной (троекратное внутримышечное введение). Спустя год производится ревакцинация и в дальнейшем в случае сохранения высокого риска заражения, рекомендовано повторение иммунизации каждые три года.

В случае укуса животного обязательно производится комплекс мер, направленных на предотвращение бешенства: рана промывается медицинским спиртом, обрабатывается антисептиками, накладывается асептическая повязка, после чего следует немедленно обратиться в травматологический пункт (либо к хирургу или фельдшеру ФАП). В кратчайшие сроки проводится курс профилактической антирабической вакцинации (сухой инактивированной вакциной) и пассивной иммунизации (антирабический иммуноглобулин). Схема профилактических инъекций зависит от локализации укуса, глубины раны и степени загрязнения слюной.
 

02.04.2019

Ветеринарные заболевания

1. Ветеринарные заболевания

2. Вирусные заболевания

2.1. Бешенство

2.2. Ринотрахеит

2.3. Чума собак

2.4. Панлейкопения (чума кошек)

3. Бактериальные заболевания

3.1Лептоспироз собак

3.2. Гемотропные микоплазмозы

4. Паразитарные заболевания

4.1. Пироплазмоз

4.2. Токсоплазмоз

4.3. Дирофиляриоз

5. Гормональные заболевания

5.1. Гиперадренокортицизм

6. Меры профилактики

6.1. Вакцинация животных

6.2. Профилактические медосмотры

7. Масляная кислота

1.Ветеринарные заболевания

Ветерина́рия (от лат. veterinarius — ухаживающий за скотом, лечащий скот) система наук, изучающих болезни животных, вопросы повышения их продуктивности, методы защиты людей от зоонозов. Под термином «В.» понимается такжекомплекс государственных и общественных мероприятий, направленных на сохранение здоровья животных, предупреждение болезней людей (иначе – ветеринарное дело). Ветеринария. относится к циклу биологических наук, использует в своём развитии достижения медицины, физики, химии и др. наук. Техника вооружает В. аппаратурой и техническими средствами. Как система наук В. объединяет: анатомию (нормальную ипатологическую),гистологию, микробиологию, паразитологию, вирусологию, клиническую диагностику, частную патологию и терапию, ветеринарную санитарию, фармакологию, токсикологию, хирургию, акушерство и гинекологию (с искусственным осеменением), зоогигиену, иммунологию, эпизоотологию, ветеринарно-санитарную экспертизу и др.

В этом обзоре мы попробуем дать информацию о самых распространенных болезнях, с которыми может столкнуться хозяин собаки или кошки, однако следуент помнить, что существуют также и множенство других болезней, которые невозможно продиагностировать в лаборатории. А если у вас возникнет желание продиагностировать своего питомца на какое-то из указанных заболеваний, вы можете обратиться к нам.

2. Вирусные заболевания

2.1 Бешенство

Все знают, что если укусила бездомная собака, то делают сорок уколов в живот. Собственно на этом знания о бешенстве у подавляющего большинства населения заканчиваются.

Так что же это за заболевание, чем оно грозит и как от него лечиться?

Что это такое?

Бешенство — это заболевание вирусной природы, возникающее после укуса зараженного животного, характеризующееся тяжелым поражением нервной системы и заканчивающееся, как правило, смертельным исходом. Вирус бешенства (Neuroryctes rabid) относится к группе миксовирусов рода Lyssavirus семейства Rhabdoviridae. Обнаруживается в слюне, а также в слезах и моче.

Вирус нестоек во внешней среде — погибает при нагревании до 56⁰С за 15 минут, при кипячении за 2 минуты. Чувствителен к ультрафиолетовым и прямым солнечным лучам, к этанолу и ко многим дезинфектантам. Однако устойчив к низким температурам, к фенолу, антибиотикам.

После проникновения в организм вирус бешенства распространяется по нервным окончаниям, поражая практически всю нервную систему. Наблюдаются отек, кровоизлияния, дегенеративные и некротические изменения нервных клеток головного и спинного мозга.

Источники заражения

Источником вируса бешенства являются как дикие, так и домашние животные. К диким относятся волки, лисицы, шакалы, еноты, барсуки, скунсы, летучие мыши, грызуны, а к домашним — собаки, кошки, лошади, свиньи, мелкий и крупный рогатый скот. Однако наибольшую опасность для человека представляют лисы и бездомные собаки за городом в весенне-летний период.

Заразными считаются животные за 3-10 дней до появления признаков болезни и далее в течение всего периода заболевания. Часто больных бешенством животных можно отличить по обильному слюно— и слезотечению, а также при наблюдении признаков водобоязни. Заражение человека происходит при укусе «бешеным» животным. А также при попадании слюны больного животного на поврежденную кожу или слизистую оболочку.

В последние годы описаны воздушно-капельный, алиментарный (через пищу и воду) и трансплацентарный (через плаценту в период беременности) пути передачи вируса. Много дискуссий вызывают несколько случаев заражения людей бешенством в результате операций по трансплантации органов.

Что при этом происходит?

Инкубационный период (период от укуса до начала заболевания) в среднем составляет 30-50 дней, хотя может длится 10-90 дней, в редких случаях — более 1 года. Причем чем дальше место укуса от головы, тем больше инкубационный период. Особую опасность представляют собой укусы в голову и руки. Дольше всего длится инкубационный период при укусе ноги. Выделяют 3 стадии болезни: I — начальную, II — возбуждения, III — паралитическую.

Первая стадия начинается с общего недомогания, головной боли, небольшого повышения температуры тела, мышечных болей, сухости во рту, снижения аппетита, болей в горле, сухого кашля, может быть тошнота и рвота. В месте укуса появляются неприятные ощущения — жжение, покраснение, тянущие боли, зуд, повышенная чувствительность. Больной подавлен, замкнут, отказывается от еды, у него возникает необъяснимый страх, тоска, тревога, депрессия, реже — повышенная раздражительность. Характерны также бессонница, кошмары, обонятельные и зрительные галлюцинации.

Через 1-3 дня у больного бешенством наступает вторая стадия — возбуждения. Появляется беспокойство, тревога, и, самое характерное для этой стадии, приступы водобоязни. При попытке питья, а вскоре даже при виде и звуке льющейся воды, появляется чувство ужаса и спазмы мышц глотки и гортани. Дыхание становиться шумным, сопровождается болью и судорогами. На этой стадии заболевания человек становится раздражительным, возбудимым, очень агрессивным, «бешеным». Во время приступов больные кричат и мечутся, могут ломать мебель, проявляя нечеловеческую силу, кидаться на людей. Отмечается повышенное пото— и слюноотделение, больному сложно проглотить слюну и он постоянно ее сплевывает. Этот период обычно длится 2-3 дня.

Далее наступает третья стадия заболевания, для начала которой характерно успокоение — исчезает страх, приступы водобоязни, возникает надежда на выздоровление. После этого повышается температура тела свыше 40-42°С, наступает паралич конечностей, нарушения сознания, судороги. Смерть наступает от паралича дыхания или остановки сердца. Таким образом, продолжительность заболевания редко превышает неделю.

Как лечить?

Методов лечения как таковых от бешенства нет. Если болезнь уже в первой стадии, иного исхода, чем летальный, скорее всего, не будет. Хотя в мире известны единичные случаи излечения от бешенства. Но пока это экзотика. Однако есть способ предотвратить болезнь, убив ее в зародыше. Это метод специфической профилактики — введение вакцины против бешенства, не позднее 14-го дня от момента укуса. Наилучшая профилактика — это введение специфического иммуноглобулина и/или активная иммунизация (вакцинация).

Вакцину вводят внутримышечно по 1 мл 5 раз: в день инфицирования, затем на 3, 7, 14 и 28-й день. При такой схеме создается хороший иммунитет, однако ВОЗ рекомендует еще и 6-ю инъекцию через 90 дней после первой. Наилучшим местом прививки является дельтовидная мышца или бедро. В том случае, если человек укушен, но до укуса был привит по полной схеме, и у него имеется достаточный уровень антител, его вакцинируют по специальной схеме без применения иммуноглобулина. Терапия может быть прекращена, если выяснено, что животное остается здоровым в течение 10-дневного периода наблюдения или если у животного не было обнаружено вируса бешенства. Некоторым лицам, которые входят в группу риска (ветеринары, кинологи, охотники), нужно прививаться заблаговременно. Прививки также проводятся по специально установленной схеме с первой ревакцинацией через 12 мес. и далее через каждые 5 лет.

Что делать, если вас укусило животное?

Первое, что сделать необходимо, это немедленно промыть место укуса мылом. Мыть надо интенсивно, в течение 10 минут. Глубокие раны рекомендуется промывать струей мыльной воды, например, с помощью шприца или катетера. Не нужно прижигать раны или накладывать швы. После этого нужно сразу же обратится в ближайший травмопункт, ведь успех вакцинопрофилактики бешенства сильно зависит от того, насколько быстро вы обратились за помощью к врачу. Желательно сообщить врачу в травмпункте следующую информацию — описание животного, его внешний вид и поведение, наличие ошейника, обстоятельства укуса. Далее следует провести курс прививок, назначенный врачом. Сорок уколов в живот давно никто не делает, вам введут вакцину и отпустят домой. И так пять или шесть раз.

Если хозяин собаки или кошки не может предоставить справки о вакцинации, то существует два пути определения больно ли животное бешенством. В первом случае животное убивают, чтобы получить образец ткани его головного мозга. Во втором случае животное помещается в карантин при ветеринарной клинике на 10 дней. Если в течение этого времени симптомы бешенства у животного не проявляются, то оно считается здоровым.

В стационаре могут оставить укушенного, если его состояние особенно тяжелое, а также лиц, имеющих заболевания нервной системы или аллергические заболевания; людей, прививающихся повторно, привитых другими прививками в течение последних двух месяцев и беременных. На время вакцинации и спустя 6 месяцев после нее необходимо воздерживаться от употребления спиртных напитков. Кроме того, если вы проходите курс вакцинации от бешенства, нельзя переутомляться, переохлаждаться или, наоборот, перегреваться. Во время прививок необходимо тщательно следить за состоянием здоровья. И при любых жалобах на ухудшение состояния необходимо обратиться к врачу, а прививки временно прекратить. Только после обследования невропатологом и терапевтом решается вопрос о продолжении прививок.

Профилактика

Существуют две российские вакцины от бешенства — «культуральная антирабическая вакцина» (КАВ) (концентрация 0,5 МЕ/мл) и ” концентрированная культуральная антирабическая вакцина” (КоКАВ) (концентрация 2,5 МЕ/мл) . У вакцины КАВ есть и другое название — Рабивак-Внуково-32 или просто Рабивак. КАВ вводится в больших объемах и большее число раз, так что если есть возможность выбора, выбирайте КоКАВ.

На Российском рынке еще представлена французская вакцина Верораб (фирмы Aventis Pasteur), содержащая инактивированный вирус (штамм Wistar, Rabies PM/Wi38–1503–3M) — 2,5 МЕ и немецкая Рабипур (фирмы Ciron Behring), состоящая из инактивированного (убитого) вируса бешенства (штамм Flury LEP).

Есть еще французская прививка, которая называется Имогам Раж. Это иммуноглобулин, который вводится однократно, одновременно с вакциной и показан лицам с подозрением на инфицирование вирусом бешенства, особенно в случае значительных повреждений (в соответствии с рекомендациями ВОЗ — одиночные или множественные укусы или царапины с нарушением целостности кожных покровов).

Побочные эффекты у всех вакцин примерно одинаковы и включают в себя местные реакции в виде болезненности, отека и уплотнения, увеличение лимфатических узлов, общее недомогание, слабость, головная боль, нарушение сна и аппетита, повышение температуры, а также иногда случается аллергия на компоненты вакцины.

2.2
Ринотрахеит кошек

Инфекционный, или герпесвирусный ринотрахеит кошек – это остропротекающая болезнь, характеризующаяся поражением глаз и органов дыхания. Заболеванию подвержены все породы кошек, независимо от возраста, с той лишь разницей, что молодые кошки более восприимчивы к вирусу. Заболевание зарегистрировано в большинстве стран мира. Отличается сезонностью, чаще наблюдается в весенний и осенний периоды года. Заболеваемость достигает 50%, смертность составляет 5-20%. Переболевшее животное приобретает длительный иммунитет.

Пути передачи вируса

Источником возбудителя инфекции являются больные и переболевшие кошки, которые являются носителем вируса в течение 8-9 месяцев после выздоровления. Возбудитель от кошек-вирусоносителей потомству может передаваться только при контакте. В дыхательных путях кошек вирус обнаруживается в течение 50 дней. Возможно латентное носительство. Возбудитель выделяется с истечениями из глаз, носовых ходов, из половых органов, с молоком, мочой, калом, спермой. Путем передачи могут стать инфицированный воздух, корма, предметы ухода, транспортные средства, а также насекомые и даже люди, имевшие контакт с больными животными. В естественных условиях кошки заражаются в основном аэрогенно. Распространению болезни способствует пониженная резистентность организма, стресс, перегревание или переохлаждение, неполноценное кормление и несоответствующие условия содержания кошек.

Симптоматика

Постановка диагноза

Диагноз ставят по клиническим симптомам, а также по результатам лабораторного анализа выделений из глаз и носа методом ПЦР. Ринотрахеит необходимо дифференцировать от кальцивироза и реовироза.

Лечение

Заболевших особей переводят на жидкие вареные корма из рыбы и мяса. Из готовых промышленных кормов можно порекомендовать высококалорийную диету в жидком виде. Из лекарственных средств назначают, как правило, иммуномодуляторы, антибиотики широкого спектра действия (с целью предотвратить размножение условно-патогенной микрофлоры, живущей на слизистых оболочках органов дыхания и глаз кошки), витамины. В качестве специфического лечения ринотрахеита у кошек в первые дни заболевания применяют комплексную сыворотку или иммуноглобулин. При отсутствии аппетита животным показана подкожная или внутривенная инфузия.

Профилактические меры

2.3 Чума собак

Чума плотоядных, или чумка, — это острозаразное инфекционное заболевание животных (например, собак, лисиц, волков и других). Возбудителем чумы собак (её также называют болезнью Карре) является РНК-содержащий вирус, относящийся к семейству парамиксовирусов. Данное заболевание у животных характеризуется следующими симптомами и клиническими проявлениями:

• лихорадка;

• острое катаральное воспаление слизистых оболочек;

• кожные поражения (экзантема);

• пневмония (воспаление лёгких);

• тяжёлое поражение центральной нервной системы.

Основные понятия о чуме собак

Впервые вирус был выделен в 1906 году от заражённых собак. Позже выяснилось, что вирус чумки достаточно устойчив к воздействию многих факторов окружающей среды. Например, при попадании прямого солнечного света вирус может оставаться жизнеспособным до 14 часов, а при температуре около +20 градусов возбудитель может сохраняться в органах погибших животных до полугода (!).

Наиболее чувствительными к возбудителю чумы собак являются щенки.

Что касается восприимчивости различных пород, то беспородные собаки и терьеры обладают относительной устойчивостью, а наиболее подверженными данному заболеванию являются лайки, немецкие овчарки, пудели, колли, бультерьеры и пекинесы.

Домашний питомец может заразиться болезнью Карре (чумка собак) от больных или переболевших собак, которые выделяют вирус во внешнюю среду вместе с выделениями из носа, глаз, а также с мочой, калом и слюной. Также заразиться питомец может через инфицированные подстилки или другие предметы ухода. Наиболее часто чума собак регистрируется в осенний и весенний периоды, когда вирус легко распространяется во влажной окружающей среде. Летальный исход при заражении возможен в 80–90% случаев.

Симптомы заболевания

Период до начального проявления острых симптомов (инкубационный) может длиться 2–3 недели и более. Заболевание у каждого животного протекает по-разному, так как симптоматика зависит от вирулентности возбудителя, то есть от его мощности. Различают следующие виды протекания чумки:

• сверхострое;

• острое;

• подострое;

• хроническое;

• типичное;

• атипичное.

При сверхостром течении заболевания температура тела собаки может повышаться до 40–41 градуса. Животное отказывается от еды. Наблюдается резкое ухудшение общего состояния, появляется сильный ринит (насморк), а также конъюнктивит (воспаление глазной конъюнктивы). Далее заболевание проходит довольно тяжело. После наступления коматозного состояния, когда уже наблюдается сильное поражение нервной системы, животное погибает на вторые-третьи сутки.

При подостром и остром течении болезнь длится от 2 до 4 недель. При этом могут наблюдаться самые разнообразные симптомы. Стоит отметить, что взрослые собаки с хорошим иммунитетом выздоравливают уже на 3–5-й день, а клинические проявления наблюдаются в виде угнетения состояния и лихорадки.

Общими симптомами практически каждого течения данного заболевания являются:

• покраснение слизистой оболочки глаз;

• набухание и покраснение верхних дыхательных путей;

• появление гнойно-слизистых выделений из носа и глаз.

При наличии у собаки сильного иммунитета течение болезни может замедляться, а питомец способен полностью выздороветь без каких-либо последствий для здоровья. Если же устойчивость иммунной системы к вирусу чумки у собаки низкая, то болезнь начинает приобретать новую клиническую картину. Болезнь Карре может перейти в следующие стадии:

1. Легочная или респираторная форма

Данная форма заболевания отличается поражением верхних и нижних дыхательных путей. У собаки сначала наблюдается ринит, затем трахеит, который постепенно переходит в бронхит и пневмонию.

2. Кожная форма

Такое течение болезни характеризуется появлением на внутренней и (или) наружной поверхности бедра собаки мелких красных пятнышек. Также данные пятна можно наблюдать на ушах и животе животного. Далее пятна переходят в стадию пузырьков, которые лопаются и покрываются сухой коркой, а затем шелушатся и отпадают.

3. Кишечная форма

Данная форма вызывает у питомца острый гастроэнтерит. Сначала собака отказывается от еды, но не от воды, затем у неё начинается рвота, а также понос или запор. Всё это быстро приводит к сильному обезвоживанию и истощению всего организма. В кале собаки присутствует большое количество слизи, а иногда и кровь.

4. Поражение нервной системы

Необратимые изменения в работе нервной системы наблюдаются в конечной стадии развития заболевания. Поражение нервной системы у животного начинается с первичного кратковременного возбуждения, длительного и болезненного лая. У поражённой собаки на этом этапе недуга наблюдаются судороги и паралич конечностей, нарушается координация. Если у собаки сильный иммунитет, то проявления поражений нервной системы могут ослабевать постепенно по мере выздоровления, а затем полностью проходят. При неблагоприятном течении болезни у питомца наблюдается частая потеря сознания и судороги, а затем животное погибает.

5. Смешанная форма

Такое течение чумки бывает у животных в виде симптоматики разных форм заболевания, но всегда имеет место поражение нервной системы.

Диагностика чумы собак

Из-за разнообразных клинических проявлений диагностика заболевания может быть затруднена. Для определения вируса сегодня используют современные лабораторные методы. Не менее важным является сбор информации у хозяина собаки: о вакцинации, потенциальных источниках заражения, уходе за животным, его кормлении и содержании.

При диагностировании у собаки чумки может быть три варианта исхода, а именно: сверхострая форма чумки приводит к летальному исходу, смешанная форма имеет неблагоприятный прогноз, а остальные варианты в большинстве случаев заканчиваются выздоровлением питомца.

Лечение

Лечение данного заболевания направлено не на уничтожение самого вируса, а на повышение тонуса сопротивляемости организма больного животного к возбудителю и лечению сопутствующих заболеваний. Также следует добавить, что лечение чумки у собак проводится в индивидуальном порядке, так как возбудитель способен поражать самые разные органы и системы организма животного.

Первые 5–7 дней заболевшему питомцу вводят глюконат кальция и витамины группы В. При присоединении бактериальной инфекции эффективны антибиотики стрептомицин, норсульфазол, фталазол, левомицетин и другие антибактериальные препараты широкого спектра действия.

У переболевших собак в большинстве случаев формируется стойкий иммунитет к вирусу чумы плотоядных.

Профилактика

Конечно же, наилучшим способом профилактики является вакцинация собак. Специалисты рекомендуют проводить вакцинирование в 12-недельном возрасте, а также в 6 и 12 месяцев. После, вакцину следует вводить животному 1 раз в год до достижения им 6 лет. Перед вакцинированием питомца необходимо излечить от глистных инвазий.

2.4 Панлейкопения кошек

(парвовирусная инфекция или инфекционный энтерит) называют в народе кошачьей чумкой, и не зря. Данное заболевание забирает жизни около 90% кошек. Кошачья чумка довольно сильно распространена во всем мире. Например, в России – это практически эпидемия.

Панлейкопения – это одно из самых сложных заболеваний кошек. Оно крайне тяжело переносится. Проявляется рвотой в виде белой пены и жидкости, в которой иногда присутствует кровяная примесь. Также наблюдается сильная диарея и лихорадка. От такого процесса происходит обезвоживание организма кошки, что приводит к скорой смерти.

Спасти от панлейкопении не может ни ограниченное времяпровождение на улице, ни правильное, даже витаминизированное питание. Данным заболеванием могут заразиться все кошки без исключения. Но часто заболевают котята и кошки в возрасте до года, потому как у них еще не устоявшийся иммунитет.

Вирус панлейкопении довольно устойчивый как к факторам внешней окружающей среды, так и к дезинфекции и нагреванию. По наблюдениям специалистов, кошачья чумка наиболее активизируется весной, а именно в брачный период. Стихает она ближе к зиме. Данный вирус очень быстро поражает делящиеся клетки. Кошка может заразиться вирусом через желудочно-кишечный тракт и воздушно-капельным путем. Этот вирус бистро размножается и проникает в костный мозг, перед этим поражая лимфоидную ткань и, конечно же, кишечник.

Заразиться чумкой может кошка от других больных животных или от уже переболевших. Кошка, которая перенесла заболевание, остается носителем очень долгое время. Новорожденным котятам заболевание передается от матери. Такие котята практически все обречены. Выживает только 1 % . Заболеть может и домашняя кошка, даже если ее не выводили на улицу. Источником заболевания может стать что угодно: бытовые вещи, слюни другой кошки, испражнения, и даже ваша обувь, точнее грязь с нее. Также предполагается, что носителями могут быть блохи и глисты.

Какие симптомы кошачьей чумки

Симптомы панлейкопении могут варьировать от самых слабых до крайне острых. Инкубационным периодом заболевания считается от трех до двенадцати дней. Как правило, симптомы проявляются довольно резко, первыми симптомами могут быть повышенная температура – до 41 градуса, и состояние апатии. Наблюдается очень частая, до нескольких раз в час пенная рвота, рвота с примесью крови, также с жидкостью цвета желчи. После рвотного процесса наблюдается сильное угнетение кошки, она пытается спрятаться.

По истечению суток может начаться понос. Часто проявляется кровяные примеси, а также испражнения обычно зловонные. У кошек, страдавших вирусом панлейкопении, нередко наблюдается болезненность живота, они могут прятаться в самых укромных и труднодоступных местах. Особенно если место прохладное. Кошки постоянно лежат на животе или  находятся в сгорбленной позе. Из-за процесса заболевания, кошка перестает за собой ухаживать, появляются выделения из носа, глаз и слюноотделение.

Кошка перестает полностью принимать пищу и пить жидкость. По мнению специалистов, это происходит из-за постоянной тошноты, частой рвоты, сниженного обоняния и крайне сильного расстройства желудка. Страшным является то, что при очень сильном обезвоживании, кошка не может пить. Причем находится возле миски с водой, она может долгое время.

Течение, диагностика и лечение панлейкопении

Острое течение панлейкопении может длиться до десяти дней. За такой период кошка очень сильно худеет, ее организм обезвоживается. Внешний вид неухоженный, шерсть становится грязно и тусклой. Часто она становится взъерошенной. Из-за резкого снижения лейкоцитов у кошки появляется белокровие. Специалисты считают, что если кошка благополучной пережила четверо суток болезни, то есть большая вероятность того, что она может выздороветь. При остром течении заболевания, кошки погибают на вторые или третьи сутки. Порой даже без проявления каких-либо симптомов болезни.

Диагностируют заболевание по анализу крови и на основании вышеперечисленных симптомов. Важно вовремя отличить кошачью чумку от отравления, лейкоза, закупорки кишечника или заражения глистами.

К большому сожалению, лекарства, которое способно вылечить панлейкопению не существует. Но ветеринары назначают препараты, которые могут поддержать организм кошки и помочь ей справиться с заболеванием. Каждой кошке назначается индивидуальное лечение. Самолечением заниматься не стоит – это приведет только к ухудшению состояния кошки. При лечении болезни необходимо ставить капельницы – это единственный способ спасти кошку от полного обезвоживания. Такие процедуры могут делать только специалисты. Вылечить кошку от панлейкопении очень сложно, но это возможно, если вовремя обратиться в ветклинику.

Существуют формы вируса, передающиеся человеку.

Парвовирусная инфекция B19

В 1975 г. Yvonne Cossart, при исследовании сыворотки доноров в образце № 19 линии В, выявила парвовирус-подобные частицы, получившие название «Parvovirus В19». Парвовирус В19 (эритровирус В19) — содержит одноцепочечную ДНК, безоболочечный термостабильный вирус, имеющий форму двадцатигранника, диаметр 20–25 нм, принадлежит к роду Erythrovirus, семейству Parvoviridae (рис. 1). Выделяют три генотипа: генотип 1 распространен повсеместно; генотип 2 встречается довольно редко в Европе, Бразилии, Вьетнаме, Северной Америке; генотип 3 преимущественно регистрируется в западной Африке, спорадические случаи зарегистрированы во Франции, Великобритании, Бразилии и Азии; в Южной Африке регистрируются все три генотипа.

Геном парвовируса В19 кодирует: два капсидных протеина VP1 и VP2; неструктурный протеин NS-1; малые неструктурные протеины 11-Da, 9-Da и 7,5-kDa. Протеин NS-1 является трансактиватором вирусного Р6 промотора экспрессии WAF1/CIP1 гена, продукт которого р21WAF ингибирует циклин-Cdk комплексы, блокируя клеточный цикл в G1-фазу, также NS-1 нарушает функцию E2 F-семейства транскрипциональных факторов, блокируя клеточный цикл в G2/M-фазы, что обеспечивает репликацию вирусной ДНК. Протеин VP2 обладает способностью к самосборке вирусного капсида в отсутствии вирусной ДНК, с образованием частиц, сходных по антигенным и иммуногенным свойствам с вирионом. Протеин VP1 содержит подобную фосфолипазе А2 область (VP1 u), отвечающую за инвазию вируса в ядро инфицированной клетки. 11-Da протеин играет важную роль в репликации вирусной ДНК и апоптозе инфицированных клеток.

Клеточным рецептором для парвовируса В19 является Р-антиген, расположенный на клетках трофобласта, костного мозга, печени, почек, легких, синовиальной оболочки, эпителии, эндотелии, миоцитах, лимфоидной ткани. Люди, у которых отсутствует Р-антиген (1 на 200 000 человек), не восприимчивы к парвовирусной инфекции. Жизненный цикл парвовируса B19 состоит из следующих этапов: связывание с Р-антигеном; интернализация — проникновение внутрь клетки с помощью a5b1-интегринов; переход в ядро клетки, репликация ДНК; транскрипция, сборка капсида; упаковка генома в капсид, лизис клетки-хозяина и выход вирионов [14]. Основные компоненты клеточного и гуморального иммунного ответа на парвовирус В19 представлены на рис. 2.

Парвовирус В19 широко распространен в популяции людей, более чем 80% взрослого населения являются серопозитивными, частота выявления IgG к парвовирусу у детей первых десяти лет жизни составляет от 2% до 21% (рис. 3). В 25–68% случаев парвовирусная инфекция В19 протекает бессимптомно [16]. Во время беременности к парвовирусной инфекции восприимчивы 1–5% женщин, в период подъема заболеваемости до 3–34%, у 50% женщин парвовирусная инфекция протекает бессимптомно [17, 18]. Максимальный уровень Р-антигена на ворсинах трофобласта регистрируется в первом и втором триместре беременности, что определяет трансплацентарную передачу вируса с развитием спонтанных абортов, неиммунной водянки, внутри­утробной гибели плода.

Основной путь передачи парвовирусной инфекции В19 — воздушно-капельный, также возможны трансплацентарный, трансфузионный, трансплантационный пути заражения [21–23]. Характерна зимне-весенняя сезонность, с максимальным подъемом заболеваемости в весенние месяцы. Эпидемические подъемы заболеваемости парвовирусной инфекцией наблюдаются каждые 3–6 лет. Инкубационный период в среднем составляет от 4 до 14 дней (максимальный до 21 дня), вирусемия развивается приблизительно через 7 дней после инокуляции вируса и продолжается в течение 4–7 суток [24]. Патофизиологические компоненты парвовирусной инфекции В19 представлены на рис. 4.

Парвовирус В19 ассоциируется с разнообразными заболеваниями, развитие которых сопряжено с особенностями иммунологического и гематологического статуса человека (таблица).

Инфекционная эритема

Инфекционная эритема — наиболее распространенная клиническая форма парвовирусной инфекции В19 у детей. Начинается с неспецифических симптомов — лихорадка, недомогание, озноб, миалгии, которые продолжаются в течение 2–5 суток. Затем присоединяется патогномоничный симптом «отшлепанных» щек — яркая эритема кожи в области щек, а также пятнисто-папулезная сыпь на туловище и конечностях, быстро трансформирующаяся в «кружевную» сыпь, зуд не беспокоит (рис. 5). Экзантема при парвовирусной инфекции может сохраняться до 2–3 недель, разрешается самостоятельно, иногда отмечается усиление сыпи после «горячей» ванны или воздействия УФ-лучей.

Синдром полиартропатии

Синдром полиартропатии наблюдается у 75% взрослых с инфекционной эритемой, чаще у женщин средних лет. В процесс вовлекаются пястно-фаланговые, лучезапястные, локтевые, коленные, голеностопные суставы. Обычно наблюдается симметричное поражение суставов. Синдром полиартропатии клинически напоминает ревматоидный артрит, может персистировать в течение 3 месяцев, повторяться несколько раз в течение года.

Транзиторный апластический криз

Транзиторный апластический криз развивается при парвовирусной инфекции В19 у пациентов с наследственным микросфероцитозом, серповидно-клеточной и железодефицитной анемией, талассемией. Характеризуется не только парциальной гипоплазией эритроидного ростка, но и развитием тромбоцитопении, нейтропении и даже панцитопении.

Поражение ЦНС

Неврологическая манифестация парвовирусной инфекции В19 сопровождается развитием: энцефалита, менингоэнцефалита, судорожного синдрома, периферических невропатий, синдрома запястного канала.

Поражение печени

Парвовирус В19 может вызывать острый гепатит, фульминантную печеночную недостаточностью, хронический гепатит, гепатит-ассоциированную апластическую анемию, гепатит с гемофагоцитарным лимфогистиоцитозом. При биопсии печени выявляется гепатоцеллюлярный и каналикулярный холестаз, апоптоз и некроз гепатоцитов.

Кардит

Энтеровирусы и аденовирусы до недавнего времени считались основными причинами вирусных кардитов, однако с внедрением метода полимеразной цепной реакции с гибридизационно-флюоресцентной детекцией, при проведении эндомиокардиальной биопсии все чаще стали регистрироваться парвовирус В19 и вирус герпеса 6-го типа. Многочисленные копии вирусного генома парвовируса В19 определяются в эндотелии интрамиокардиальных артериол, капилляров и посткапилярных венул, инициируя синтез фактора некроза опухоли альфа (ФНО-a), интерлейкинов (ИЛ): ИЛ-6, ИЛ-8, ИЛ-2, интерферона гамма (ИФН-g), рецепторов ИЛ-2. Прямое цитопатическое действие парвовируса, апоптоз, активация врожденного и адаптивного иммунного ответа приводят к эндотелиальной дисфункции с последующим вентрикулярным ремоделированием и развитием дилатационной кардиомиопатии.

Неиммунная водянка плода

Неиммунная водянка плода может развиваться при поражении парвовирусом В19 плода с гестационным возрастом 13–20 недель. Сопровождается анемией, гипоксией, гепатитом (непосредственное повреждение гепатоцитов вирусом и опосредованное — за счет отложения гемосидерина), кардитом, с формированием печеночной и сердечной недостаточности. При проведении ультразвукового исследования плода выявляется: кардиомегалия, отек грудной клетки, асцит, выпот жидкости в плевральные полости и перикард, отек плаценты. При своевременной диагностике и проведении гемотрансфузии плоду внутриутробно, благоприятный исход возможен в 83% случаев.

Врожденная парвовирусная инфекция В19

В первые месяцы жизни ребенка врожденная парвовирусная инфекция манифестирует развитием анемии Даймонда–Блекфена, гидроцефалии, полимикрогирии, кардита, гепатита.

Диагностика парвовирусной инфекции В19

Гематологические изменения чаще носят преходящий характер в виде анемии, ретикулоцитопении или полного отсутствия ретикулоцитов, нейтропении, эозинофилии, моноцитоза, тромбоцитопении. Возможно повышение печеночных трансаминаз (аланинаминотрансферазы и аспартатаминотрансферазы), С-реактивного белка, скорости оседания эритроцитов.

Методы диагностики парвовирусной инфекции В19:

• Полимеразная цепная реакция (ПЦР) с гибридизационно-флуоресцентной детекцией «АмплиСенс® Parvovirus B19-FL» (сыворотка, ликвор, пунктат костного мозга, биоптат кожи и т. д.) — определение ДНК парвовируса.
• Иммуноферментный анализ (ИФА) «Parvovirus B19 IgM/Parvovirus B19 IgG» (сыворотка крови) — IgM в сыворотке крови пациента обнаруживаются одновременно с появлением симптомов заболевания (на 12–14 день после заражения), их уровень достигает максимума на 30-й день, затем снижается в течение 2–3 месяцев. Через 5–7 дней от момента клинических проявлений парвовирусной инфекции появляются IgG, которые сохраняются в течение нескольких лет.
• Парвовирус В19 иммуноблот IgM/IgG «RIDA® Blot Parvovirus B19» (сыворотка крови).
• Учитывая способность парвовируса В19 к изоляции в тропных структурах (костный мозг, трофобласты) отрицательный результат ПЦР крови на парвовирус B19 еще не означает отсутствие инфицирования, а должен рассматриваться как возможно ложноотрицательный. Для большей диагностической информативности следует проводить ПЦР различных материалов и в сочетании с иммуноблотом IgM/IgG.

В случае, если у беременной женщины регистрируются симптомы парвовирусной инфекции В19 (инфекционная эритема, артропатии) или она была в контакте с больным данной инфекцией, рекомендовано проведение ПЦР и/или ИФА сыворотки крови. При выявлении IgM к парвовирусу или положительном результате ПЦР необходимо УЗИ плода каждые 2 недели. При наличии УЗ-признаков неиммунной водянки плода показано проведение кордоцентеза или амниоцентеза (ПЦР крови плода или амниотической жидкости на парвовирус В19). При положительных данных на парвовирус B19 и ультразвуковых признаках поражения плода ставится вопрос о прерывании беременности.

Терапия парвовирусной инфекции В19

В настоящее время специфической этиотропной терапии парвовирусной инфекции не существует. В зависимости от клинической формы парвовирусной инфекции В19 проводится посиндромная терапия (нестероидные противовоспалительные препараты, глюкокортикостероидные препараты, трансфузия эритромассы и т. д.). При поражении нервной системы, кардите, гепатите — внутривенный человеческий иммуноглобулин. Наиболее эффективны препараты иммуноглобулина, полученные от большого числа доноров: Октагам, Интраглобин, Пентаглобин.

Профилактика парвовирусной инфекции В19

Эффективной профилактики парвовирусной инфекции в настоящее время не существует. Ведется разработка безопасной и иммуногенной вакцины против парвовирусной инфекции В19.

Основные меры профилактики направлены на предотвращение внутриутробного инфицирования плода: введение скрининга до планируемой беременности и во время беременности на наличие IgG к парвовирусу В19; информирование серонегативной беременной женщины о существовании парвовирусной инфекции В19, а также о необходимости ограничения контакта с детьми, особенно с типичными проявлениями парвовирусной инфекции.

В заключение необходимо отметить, что в нашей стране не ведется статистика заболеваемости парвовирусной инфекцией В19, а также нет точных данных о случаях врожденной парвовирусной инфекции. Наш опыт свидетельствует, что в ряде случаев, при клинических проявлениях врожденной инфекции, парвовирус B19 может ассоциироваться в частности с герпесвирусами, что существенно затрудняет как диагностику, так и лечение данных пациентов. Учитывая это, следует признать рациональным включение обследования на парвовирус В19 новорожденных детей при подозрении на врожденную инфекцию.

3. Бактериальные заболевания.

3.1 Лептоспироз собак

Лептоспироз – является
зооантропонозным природно-очаговым инфекционным заболеванием домашних и диких
животных многих видов, болеет также человек. Болезнь имеет широкое
распространение во многих странах мира и в различных регионах России. В решении
X конференции Международного эпизоотического бюро (Лондон, 1982), отмечено, что
лептоспироз, несмотря на многочисленные исследования, все еще остается не
только экономической, но и социальной проблемой (Ананьин В.В., 1971; Евдокимова
O.A., 1976; Малахов Ю А., 1992).
Впервые лептоспироз у собак был описан Хофером в
1850 г. В конце XIX века в Германии наблюдалась эпизоотия своеобразного
заболевания среди собак в г. Штутгарте, получившее позднее название
«штутгардская болезнь».
A. Н. Klarenbeck и W. Schufiner (1933) выделили
от больной собаки возбудителя штутгардской болезни, названного ими L. canicola.
У собак был также диагностирован иктерогеморрагический лептоспироз (Р.
Uhlenhuth, W. Fromme, 1919).
Зорин В.Л. (1995) сообщает о массовой вспышке
лептоспироза среди собак г. Иркутска в 1993-94 гг., где было зарегистрировано
более пятидесяти больных животных.
По данным Швечковой О.Г. (1996) в г.
Санкт-Петербурге за период с 1990 по 1995 г. установлено увеличение процента
серопозитивных реакций на лентоспироз у городских собак с 0,03 % до 1,31 %, и с
1988 г. наблюдается тенденция к доминированию в этиологической структуре
серогруппы Canicola.
Болоцкий И.А (1999) установил, что за период
1988-1997 гг. на Северном Кавказе количество положительных реакций на
лептоспироз у собак увеличилось на 14,3 %, по сравнению с 1978-1987гг., при
этом наибольшее количество изолятов лептоспир также удалось выделить от
животных данного вида.
Среди домашних животных наиболее близкий контакт
с человеком имеют собаки. При этом являясь одним из звеньев эпизоотического
процесса при лептоспирозе, они могут способствовать заражению и человека.
Собаки известны в основном как источники инфицирования людей лептоспирами
Canicola и Icterohaemorrhagiae (Ананьин В В., 1971). Наибольшая опасность
существует дня лиц, пользующихся ездовыми собаками, работающих в питомниках,
владельцев охотничьих и домашних собак и ветеринарных работников. По данным
Швечковой О.Г. (1996) за период 1993-1995 гг. в Санкт-Петербурге установлено
заражение 15 человек лептоспирозом непосредственно от собак. Во всех
расследованных случаях собаки являлись активными лептоспировыделйтелями, и
заражение происходило контактным путём при уходе за животными, оказании
врачебной помощи и уборке мочи. При этом 6 человек заразились L.
icterohaemorrhagiae. В литературе есть ряд сообщений о вспышках лептоспироза
среди населения, вызванного заражением от собак.

3.2
Гемотропные микоплазмозы (гемоплазмы, гемобартонеллы) кошек и собак

История
открытия и классификация
Гемотропные микоплазмы (гемоплазмы), еще недавно
известные как гемобартонеллы и эперитрозооны, — это мелкие, некультивируемые
бактерии, лишенные клеточной стенки. Гемоплазмы паразитируют на поверхности
эритроцитов позвоночных, но не проникают внутрь клеток;широко распространены и
вызывают инфекционную анемию у различных теплокровных животных, включая птиц.
Изучение гемотропных микоплазм имеет давнюю и
сложную историю. Их открытие у разных животных шло независимым путем, они много
раз меняли свое название и таксономию, и лишь недавно на основании
филогенетического анализа эти микроорганизмы были объединены в одну
таксономическую группу. На различных этапах изучения их называли и бартонеллами
(Bartonella), и гемобартонеллами (Haemobartonella), и эперитрозоонами
(Eperythrozoon), но по современной классификации гемотропные микоплазмы относят
к роду Mycoplasma, где они образуют достаточно обособленную группу.
Микроорганизмы, которые мы теперь называем гемотропными микоплазмами,
по-видимому, впервые были обнаружены у мышей почти 100 лет тому назад и названы
Bartonella muris. Родовое имя им присвоили из-за сходства по целому ряду
признаков (морфология, ассоциация с эритроцитами, способность вызывать острую
анемию) с известным на то время возбудителем лихорадки Оройя — Bartonella
baciliformis. Первое сообщение об обнаружении гемотропных бактерий у собак
появилось в Германии в 1928 г. и было связано с инфекционной анемией,
развившейся у собаки после удаления селезенки. Микроорганизму дали название
Bartonella canis, которое просуществовало вплоть до 1939 г., когда гемотропные
бактерии животных, в отличие от бактерий, инфицирующих человека, было
предложено выделить в новый род Haemobartonella. Приблизительно в то же время
появилось и родовое имя Eperythrozoon,
предложенное для бактерий, которых обнаруживали как на поверхности эритроцитов,
так и в околоклеточном пространстве плазмы животных и птиц. Любопытно, что
первый вид Eperythrozoon coccoides также относился к микроорганизму,
поражающему мышей. В последующем родовое имя Eperythrozoon присваивали
гемотропным микроорганизмам, поражающим коров, свиней, овец и других животных.
Гемотропные микоплазмы у кошек впервые были обнаружены в Южной Африке в 1942 г.
и названы Eperythrozoon felis. В начале 50-х гг. прошлого века подобные
организмы были обнаружены и у кошек в СССР и США, при этом исследователи
из США назвали выявленного возбудителя Haemobartonella felis.
Длительное время бактерии родов Haemobartonella
и Eperythrozoon рассматривали независимо друг от друга и относили к одному из
семейств порядка Rickettsiales. Сначала их поместили в сем. Bartonellaceae, а
затем — в сем. Anaplasmataceae. Общность с риккетсиями им придавали такие
свойства, как малые размеры, очевидный облигатный паразитизм на эритроцитах и
невозможность культивирования на искусственных средах, отрицательная окраска по
Граму, возможная передача паразитов кровососущими членистоногими. Отсутствие
клеточной стенки у видов Haemobartonella и Eperythrozoon сильно контрастировало
с остальными членами порядка Rickettsiales, но долгое время не служило
определяющим фактором для их классификации.
Невозможность культивирования сильно затрудняла
более детальное исследование фенотипических свойств гемотропных микоплазм. С
развитием молекулярно-генетических методов (ПЦР, секвенирование) открылись
новые возможности для изучения этих организмов. Первая же работа по сравнению
амплифицированных фрагментов гена 16S рРНК H. muris, H. felis, и E. suis
показала на удивление низкую степень гомологии этих бактерий с риккетсиями и,
напротив, высокое сродство с микоплазмами (класс Mollicutes). На основании
данного факта и наличия таких фенотипических свойств, как отсутствие клеточной
стенки и жгутиков, устойчивость к пенициллину и чувствительность к
тетрациклину, в 2001 г. роды Haemobartonella и Eperythrozoon были объединены в
одну группу гемотропных микоплазм (гемоплазмы) и отнесены к роду Mycoplasma
семейства Mycoplasmataceae.
При реклассификации были изменены не только
родовые, но и некоторые видовые имена. Так, Haemobartonella muris стала
Mycoplasma haemomuris, Haemobartonella felis переименована в Mycoplasma
haemofelis и т. д. С переименованием видов вышла небольшая коллизия. Авторы
реклассификации гемотропных бактерий сначала предложили для всех видов
гемоплазм номинацию по образцу «Candidatus Mycoplasma haemofelis». Однако
дополнение «Candidatus» применяют в таксономии только к новым организмам с не
до конца установленным статусом, в том числе и к тем, которые не могут быть
выделены в качестве самостоятельной культуры. Это противоречило тому, что
гемотропные бактерии кошек и собак под другими именами были известны уже
несколько десятилетий, поэтому виды Mycoplasma haemocanis и Mycoplasma
haemofelis (а также те виды гемотропных микоплазм, паразитирующих на других
животных, которые были известны до реклассификации), несмотря на невозможность
получения монокультуры микроорганизмов, стали называть без префикса
«Candidatus».
Начало 2000-х гг. ознаменовалось не только
реклассификацией гемобартонелл и эперитрозоонов, но и открытием новых видов
гемоплазм у кошек и собак. Сначала в организме одной из кошек в Калифорнии,
инфицированной ВКЛ, была обнаружена гемоплазма, приблизительно в два раза
меньших размеров, чем M. haemofelis, и менее патогенная. Первоначально организм
отнесли к малой форме (варианту) H. felis, но впоследствии выделили в
самостоятельный вид и назвали Candidatus Mycoplasma haemominutum. Затем у собак
были обнаружены морфологически схожие с Candidatus M. haemominutum гемоплазмы,
получившие название Candidatus Mycoplasma haematoparvum. Дальнейшие
исследования показали, что вид Candidatus M. haematoparvum не только
морфологически, но и филогенетически близок Candidatus M. haemominutum. Следует
заметить, что в литературе вместо официально предложенного видового имени
«haematoparvum»часто используют «haemoparvum». Наконец, в 2005 г. в Швейцарии
был выявлен третий вид гемоплазм кошек — Candidatus Mycoplasma turicensis (от
латинского Turicum — Цюрих), отличительная особенность которого состояла в
невозможности выявления возбудителя в крови цитологическими методами (световой
микроскопией). Таким образом, в настоящее время описаны 2 вида гемотропных
микоплазм для собак (M. haemocanis, Candidatus M. haematoparvum) и 3 вида для
кошек (M. haemofelis, Candidatus M. haemominutum, Candidatus M. turicensis).
Филогения и генетическая характеристика
Гемотропные микоплазмы, получившие тривиальное имя гемоплазмы, образуют в роду
Mycoplasma самостоятельную филогенетическую группу, которая входит в так
называемую группу «микоплазмы пневмонии». В свою очередь группа гемоплазм
делится на два кластера (подгруппы): «хемоминутум» (haemominutum) и «хемофелис»
(haemofelis). В подгруппу «хемоминутум» входят виды Candidatus M. haemominutum,
CandidatusM. haematoparvum, M. suis, M. wenyonii, M. ovis, Candidatus M.
haemolamae and Candidatus M. haemodidelphidis, которые являются паразитами
кошек, собак, свиней, крупного рогатого скота, овец и коз, альпаков и лам,
соответственно. Кластер «хемофелис» включает в себя M. haemofelis, Candidatus
M. turicensis, M. haemocanis и M. haemomuris, M. сoccoides, которые инфицируют
кошек (первые 2 вида), собак и мышей (последние 2 вида).
Гемоплазмы содержат кольцевую хромосому, размеры
которой могут сильно различаться у разных видов, что характерно для микоплазм в
целом. Полногеномное секвенирование выполнено пока не для всех видов гемоплазм
(см. табл.). Самый маленький геном у Candidatus M. haemominutum (510 тыс.
п.о.), который претендует на роль самого маленького генома среди живых
организмов, исключая вирусы. Самый большой среди секвенированных геномов
гемоплазм — у M. haemofelis (1,16 млн п.о.), который соизмерим с геномами таких
микоплазм, как M. fermentans (1,12 млн п.о.) и M. moatsii (1,48 млн п.о.), а
также таких внутриклеточных бактерий, как риккетсии и хламидии. Геномы
указанных размеров обеспечивают кодирование до 1600 генов. Полные геномы
гемоплазм кошек и собак расшифрованы пока только у 3-х видов: M. haemofelis (2
штамма), M. haemocanis, и частично у Candidatus M. haemominutum. Помимо
полногеномных последовательностей в базе NCBI Genbank на конец 2013 г. для
гемоплазм кошек и собак имелись последовательности только генов рРНК, генов
рибонуклеазы Р (rnpB), белка теплового шока 70 (dnaK), а также по одной
последовательности еще 2-х генов: фактора элонгации Ts (EF-Ts) и
фосфоглицераткиназы (pgk). Первые филогенетические исследования гемотропных
микоплазм показали, что у M. haemofelis и M. haemocanis почти идентичные
последовательности генов 16S рРНК, что по современным критериям служит
основанием рассматривать их как один вид, способный инфицировать различных
хозяев. Вопрос о различии или единстве этих видов вставал и раньше и был инициирован
наблюдением, что М. haemocanis может заражать кошек, хотя М. haemofelis не
вызывает инфекции у собак. Высказывалось даже предположение, что кошки могут
быть природным резервуаром для M. haemocanis.
Против объединения видов М. haemocanis и M.
haemofelis свидетельствовали результаты сравнения последовательностей генов
рибонуклеазы P (rnpB), которые давали дивергенцию на уровне 94,3…95,5 %. Однако
ген rnpB имеет меньшую, чем ген 16S рРНК, значимость при филогенетических
исследованиях.
Точку в этом споре поставили результаты
сравнительного анализа полных геномов, которые показали, что, несмотря на
несомненную генетическую близость этих двух организмов, их все же следует
рассматривать как два разных вида.
Распространенность 
Современные знания о распространенности и
видовом разнообразии гемоплазм обязаны методу ПЦР, так как в настоящее время
только посредством ПЦР удается не только выявлять наличие, но и определять
видовую специфичность гемоплазм. По-видимому, можно говоритьо глобальном
распространении кошачьих и собачьих видов гемоплазм. Все гемоплазмы кошек были
выявлены на всех континентах планеты. О распространенности различных видов
гемоплазм в России говорить трудно, поскольку в единственной известной автору
современной работе на эту тему видовой идентификации гемоплазм не проводили.
Гемоплазмы обнаружены также у 9 видов диких кошачьих, содержащихся в зоопарках
или живущих в природе. M. haemofelis и
Candidatus M. turicensis менее распространены,
чем
Candidatus M. haemominutum. Частота выявления M.
haemofelis и Candidatus M. turicensis в разных частях света, странах и разных
популяциях кошек может колебаться в пределах от 0,1 до 20…26 %, тогда как
частота выявления Candidatus M. haemominutum в некоторых исследованиях
достигала почти 50 %. Частота инфицирования Candidatus M. haemominutum обычно
увеличивается с возрастом животного. Наибольшая распространенность кошачьих
гемоплазм отмечена в Южной Африке и Японии. Возможно одновременное
инфицирование двумя и даже тремя видами гемоплазм. Частота совместного
инфицирования может достигать нескольких процентов. Отмечено также, что
гемоплазменная инфекция часто сопровождает инфекцию ВЛК.
Гемоплазмы собак также распространены
повсеместно, но из-за латентного протекания инфекции в большинстве случаев
остаются вне поля зрения клиницистов до тех пор, пока другие факторы, такие,
как спленэктомия или иммуносупрессия, не приведут к развитию клинически
выраженного заболевания. Следует заметить, что и география эпизоотологии
гемоплазм собак значительно уже, чем гемоплазм кошек. По данным ПЦР,
распространенность M. haemocanis в разных странах колеблется в пределах от 0,5
% до 40 %. У собак, как и у кошек, также возможно инфицирование одновременно
двумя видами гемоплазм. Собаки, жвущие в сельской местности, инфицированы
гемоплазмами в большей степени, чем городские.

Гемотропные микоплазмы
Подгруппа	Вид	Старое название	Основной хозяин	Номера секвенированных геномов	Размер генома (млн п.о.)
«Хемофелис» (haemofelis)	Mycoplasma haemofelis	Haemobartonella felis	Кошка	NC_017520.1 NC_014970.1	1,15…1,16
Mycoplasma haemocanis	Haemobartonella canis	Собака	NC_016638.1	0,92
Candidatus M. turicensis	–	Кошка	Не секвенирован	–
Mycoplasma haemomuris	Haemobartonella muris	Грызуны	То же	–
Mycoplasma coccoides	Eperythrozoon coccoides	То же	»	–
«Хемоминутум» (haemominutum)	Candidatus M. haemominutum	–	Кошка	NC_021007.1	0,51
Candidatus M. haematoparvum	–	Собака	Не секвенирован	–
Candidatus M. haemolamae	–	Альпака и лама	NC_018219.1	0,76
Mycoplasma wenyonii	Eperythrozoon wenyonii	Крупный рогатый скот	NC_018149.1	0,65
Mycoplasma suis	Eperythrozoon suis Eperythrozoon parvum	Свинья	NC_015153.1	0,71
Mycoplasma ovis	Eperythrozoon ovis	Овца и коза	NC_023062.1	0,7
Candidatus M. haemodidelphidis	–	Опоссум	Не секвенирован	–

Факторы риска и пути передачи
Механизм (способ) передачи гемоплазм для
представителей семейства кошачьих остается непонятным. Успешная передача
бактерий при внутривенном, внутрибрюшинном или оральном введении инфицированной
крови, а также факты непреднамеренной передачи гемоплазм при переливании
крови делают кровь наиболее вероятной средой, а кровососущих насекомых —
наиболее вероятными векторами переноса гемоплазм. Однако целый ряд исследований
на эту тему не дали однозначного ответа. Блохи, собранные с кошек,
действительно могут содержать ДНК гемоплазм в очень высоких концентрациях.
Однако наличие блох не увеличивало риска гемоплазменной инфекции у кошек, а
видовые профили гемоплазм не совпадали у большей части животных и блох,
выловленных на этих животных. Кроме того, попытки экспериментальной передачи
гемоплазмоза с помощью блох оказались малоэффективными [52, 53].
Посредством ПЦР гемоплазмы были обнаружены и в
клещах: M. haemofelis — в некоторых иксодовых клещах в Европе, а Candidatus M.
haemominutum — в голодных клещах Ixodes ovatus в Японии. Однако исследование,
также с использованием ПЦР, около 2000 голодных иксодовых клещей в Швейцарии не
дало доказательств присутствия ДНК гемоплазм. Кроме того, гемоплазмозы широко
распространены в городских районах, где риск контакта с клещами минимален [37].
Тем не менее, обнаружение всех 3-х видов
кошачьих гемоплазм у диких кошачьих, поддерживает предположение, что дикие
животные могут выступать в качестве резервуара инфекции, а членистоногие
являются их переносчиками [50]. Сильная корреляция распространения гемоплазмоза
с мужским полом у кошек в совокупности с высокой частотой сопутствующей
ретровирусной инфекции указывает на возможность прямой передачи гемоплазм через
укусы и раны при драках и агрессивных контактах животных. В пользу этого
свидетельствуют и факты развития инфекционной анемии у кошек через несколько
недель после драк, и известная связь между укусами и возникновением абсцессов у
кошек [37]. Однако эти случаи могут указывать не на механизм заражения, а на
реактивацию инфекции после напряженной схватки или раневого укуса. Гемоплазмы
были также обнаружены в слюне и кале экспериментально зараженных кошек на
ранних стадиях инфекции, а также в слюне, деснах, ногтевых ложах у естественно
инфицированных кошек, хотя содержание бактерий в этих образцах было низким [11,
23, 49]. Попытки заразить кошек гемоплазмами Candidatus M. turicensis при
подкожном введении инфицированной слюны, или при оральном приеме 0,5 мл
инфицированной крови были неэффективными, в отличие от подкожной инокуляции
всего лишь 10 мкл инфицированной крови, которая привела к успешной передаче
микроба [27]. Ввиду генетического сходства между Candidatus M. turicensis и
гемоплазмами грызунов (M. coccoides и M. haemomuris), последних также
рассматривали в качестве потенциального резервуара кошачьих гемоплазм, но на
сегодняшний день в популяции грызунов кошачьи виды гемоплазм найдены не были
[49], что не поддерживает гипотезу об алиментарном пути передачи кошачьих
гемоплазм. Возможна передача инфекции от матери к потомству, но при этом
остается неизвестным, происходит ли эта передача внутриутробно
(трансплацентарно), во время родов или с молоком матери при кормлении [19].
Эпизоотология осложняется распространенностью бессимптомных носителей. Пока
непонятно, могут ли кошки с латентной инфекцией распространять микроорганизм,
или же его передача происходит только в клинически активной фазе инфекции.
Таким образом, естественные пути заражения гемоплазмами кошек остаются
неясными, но возможность передачи возбудителя при переливании крови диктует
необходимость проверки потенциальных доноров на носительство гемоплазм
посредством ПЦР.
Патогенность и клинические признаки По-видимому,
самым высоким патогенным потенциалом обладают M. haemofelis, так как заражение
этим возбудителем практически всегда ассоциировано с развитием клинически
выраженного заболевания. Остальные гемоплазмы вызывают клинические симптомы
только при отягощении дополнительными факторами.
Распространенность Candidatus M. haemominutum у
анемичных кошек находится на том же или более низком уровне, чем
распространенность у неанемичных кошек, тем самым указывая, что инфицирование
Candidatus M. haemominutum не связано с анемией [37]. Патогенный потенциал
Candidatus M. turicensis также низкий [37], хотя они вызывают умеренную анемию
у кошек после экспериментальной инокуляции небольшого количества бактерий [27].
Дополнительные факторы, например, другие инфекции или иммуносупрессия, могут играть
важную роль в развитии анемии у кошек, инфицированных Candidatus M. turicensis.
Клинические признаки гемоплазмозов кошек и собак
подробно описаны в обзорах [26, 37]. Гемоплазменная инфекция у кошек клинически
может протекать от бессимптомного носительства до острой анемии, угрожающей
жизни животному, в зависимости от восприимчивости организма и степени
патогенности возбудителя. Предрасположенность к инфекции увеличивается с
возрастом животного и при наличии других хронических инфекций, особенно ВЛК. Риск
развития заболевания возрастает при иммуносупрессии и спленэктомии.
Инкубационный период после заражения экспериментальных кошек M. haemophelis до
появления клинических признаков может длиться от 2 до 34 дней. Острая фаза
заболевания обычно продолжается от 3 до 4 недель при отсутствии лечения и
выражается тяжелой анемией и бактериемией. При этом гематокрит резко снижен,
что часто коррелирует с появлением микроорганизмов в мазках крови. Острая
инфекция
М. haemofelis может закончиться гибелью
животного в результате гемолитической анемии, сопровождающейся массивной
бактериемией. На пике бактериемии гематокрит может упасть ниже 20 %. Как у
естественно, так и у экспериментально зараженных кошек помимо анемии
заболевание проявляется вялостью, анорексией, лихорадкой. Гипертермия носит
волнообразный характер с пиками в периоды наиболее высоких концентраций микроба
в периферической крови. Иногда отмечают спленомегалию и желтуху, которая
вызывается, главным образом, внесосудистым гемолизом. Картина крови, ассоциированная
с М. haemofelis, как правило, сопровождается анизоцитозом и полихромазией с
увеличением абсолютного числа ретикулоцитов. Методом ПЦР была показана
корреляция между паразитемией и развитием клинических признаков анемии у кошек,
экспериментально инфицированных M. haemofelis. Таким образом, молекулярные
критерии снимают все сомнения об этиологии заболевания, известного как кошачья
инфекционная анемия [26]. Большинство инфекций с Candidatus M. haemominutum
являются хроническими и не связаны с анемией или другими клиническими
симптомами. Тем не менее, экспериментальное заражение кошек Candidatus M.
haemominutum может первоначально сопровождаться незначительным снижением
гематокрита, который обычно нормализуется через 4…6 недель. После заражения
количество бактерий в крови (по результатам измерений количественной ПЦР)
постепенно увеличивается и достигает плато [41]. По-видимому, Candidatus M.
haemominutum все же может играть определенную роль в патологии. Описаны случаи
острой гемолитической анемии у домашних кошек, когда никакого очевидного
возбудителя кроме Candidatus M. haemominutum выявлено не было [37]. У кошек с
сочетанной инфекцией ВЛК и Candidatus M. haemominutum обычно развивается более
выраженная анемия, чем у кошек, инфицированных только гемоплазмой.
Кроме того, кошки, зараженные одновременно ВЛК и
Candidatus M. haemominutum, бывают более склонны к развитию
миелопролиферативной болезни, чем кошки, инфицированные только ВЛК [17]. Вполне
возможно, что существуют штаммы Candidatus M. haemominutum, различающиеся по
вирулентным свойствам, хотя экспериментальных доказательств, подтверждающих
такое предположение, нет. В хронической стадии
кошачьей инфекционной анемии признаки болезни неспецифичны. Со временем могут
проявиться общая слабость, плохой аппетит, исхудание, анемичность слизистых
оболочек; кошки мерзнут, ищут теплые места. При носительстве клинические
признаки могут вообще отсутствовать. При латентной форме заболевания у
животного возможна реактивация возбудителя под действием стресса, в результате
чего начинают проявляться клинические признаки болезни. Провоцирующими
моментами служат кастрация и другие оперативные вмешательства, рождение и
вскармливание котят, инфекционные заболевания, драки.
Анемичные кошки, инфицированные вирусами
иммунодефицита или лейкемии, с высокой вероятностью могут быть дополнительно
инфицированы и гемоплазмами.
Инфекция гемоплазмами у собак протекает
практически бессимптомно. Гемолитическая анемия можеn развиваться у
иммуносупрессированных собак или у животных с удаленной селезенкой.
Сопутствующие бактериальные или паразитарные инфекции способны провоцировать развитие
выраженной формы гемоплазмоза. Гемотропные микоплазмы не растут на
искусственных средах или культурах клеток, поэтому для их обнаружения
невозможно использовать микробиологический подход. Микроскопия мазков крови
хотя и имеет очень низкую чувствительность, но до недавнего времени была
единственным доступным диагностическим методом обнаружения гемоплазм. В мазках
крови M. haemofelis и M. haemocanis обнаруживаются в виде кокков, палочек или
колец, размером 0,6 мкм, иногда образующих короткие цепи от 3 до 6 организмов.
Candidatus M. haemominutum и Candidatus M. haematoparvum имеют меньшие размеры
(0,3 мкм) и не образуют цепочки. Цитологическое выявление осложняется
скоротечностью и цикличностью бактериемии. При микроскопии мазков крови кошек с
острой гемолитической анемией периоды выявления клеток M. haemofelis составляют
менее 50 % продолжительности инфекционного процесса, так как микроорганизмы
могут исчезнуть в течение нескольких дней, прежде чем вновь появиться в мазках
крови при следующем обострении инфекции.
Таким образом, единственное отрицательное
исследование не гарантирует надежного результата, и только серия анализов
мазков крови с интервалом в несколько дней позволит полностью исключить
гемоплазмоз.
Candidatus M. haemominutum и Candidatus M. haematoparvum
не образуют скоплений и цепей, что снижает вероятность обнаружения их
посредством микроскопии. Candidatus M. turicensis никогда не обнаруживается при
цитологических исследованиях. Клетки Candidatus M. haemominutum, как правило,
не видны в мазках крови у хронически инфицированных кошек [37]. Candidatus M.
haemominutum хотя и меньше по размерам, чем M. haemofelis, но на практике
посредством микроскопии невозможно различить эти два вида только по размеру.
Таким образом, при микроскопии удается обнаруживать только M. haemofelis (или
M. haemocanis) и в некоторых случаях CandidatusM. haemominutum. Рекомендуется
исследовать свежие мазки, так как гемоплазмы могут отделяться от эритроцитов в
присутствии ЭДТА — стандартного антикоагулянта при взятии крови [37]. Следует
учитывать возможность получения ложноположительных результатов из-за
образования осадков красителя, а также неверной интерпретации базофильной
зернистости эритроцитов и телец Howell-Jolly. Наиболее эффективным методом
диагностики гемоплазмозов сегодня следует признать ПЦР, хотя и в этом случае
есть сообщения о невозможности обнаружить ДНК гемоплазм в кровотоке кошек —
бессимптомных носителей [37]. Впрочем, отрицательные результаты ПЦР
исследований бывают вызваны несовершенством используемых тест-систем. Развитие
технологии ПЦР предлагает сегодня как минимум два варианта реакции: «обычная»
ПЦР (conventional PCR), результаты которой анализируются методом электрофореза
в агарозном геле, и ПЦР в режиме реального времени (real-time PCR), которая опирается
на флуорометрическое обнаружение продукта диагностической реакции и может
предоставлять информацию об относительном количестве возбудителя. Обычные
ПЦР-системы более трудоемки, в большей степени подвержены молекулярной
контаминации, что приводит к ложноположительным результатам, и, как правило, не
позволяют определить видовую принадлежность гемоплазм. ПЦР в реальном времени
сопряжена с меньшими затратами времени и труда, в меньшей степени подвержена
контаминации, но для ее постановки необходимо дорогое оборудование. В
технологии ПЦР в реальном времени существует 2 принципиальных разновидности — с
флуоресцентным красителем (как правило, «SYBR Green») и с
флуоресцентно-мечеными зондами различных конструкций. Тест-системы с зондами,
как правило, обладают большей специфичностью и большими возможностями для
видовой идентификации микоплазм. Последнее особенно важно в период накопления
данных о распространении гемоплазм и неустоявшихся представлений о патогенности
и клиническом значении гемоплазм в патологии кошек и собак. Кроме того, в
отличие от обычной, ПЦР в реальном времени обеспечивает количественную оценку
ДНК возбудителя в образце. Разработка ПЦР-систем строится на знании
особенностей первичных структур генов бактерий. Хотя для некоторых видов гемоплазм
сегодня уже известны полногеномные последовательности, но их отсутствие у
остальных видов существенно ограничивает выбор генетических мишеней для
разработки тест-систем. Число известных нуклеотидных последовательностей для
отдельных генов и генетических локусов гемоплазм также очень ограничено (см.
раздел Генетическая характеристика). В результате, на сегодня только два
генетических локуса — гены 16S рРНК и рибонуклеазы Р (rnpB) — доступны для
сравнительного анализа видового полиморфизма гемоплазм и разработки на этой
основе тест-систем для их определения. При интерпретации любых диагностических
тестов необходимо учитывать различный патогенный потенциал каждого из видов
гемоплазм. Положительные результаты не обязательно означают, что инфекция
приведет к анемии кошки. Особенно это
касается
Candidatus M. haemominutum и
Candidatus M. turicensis. Однако наличие гемоплазменной
инфекции всегда означает риск развития заболевания при наложении других
инфекций или при снижении иммунного статуса по различным причинам. Следует
учитывать, что прием антимикробных препаратов способен привести к
ложноотрицательным результатам при ПЦР-диагностике, поэтому исследовать нужно
до начала антибактериальной терапии. В заключение хочется еще раз вернуться к
таксономии и систематике. Не следует путать гемоплазмы (имея в виду их прежнее
название «гемобартонеллы») с бартонеллами (Bartonella spp.). Несмотря на то,
что на заре своего изучения некоторые из видов гемотропных микоплазм называли
бартонеллами, сегодня это две совершенно различные группы микроорганизмов,
которых объединяет только среда обитания. Бартонеллы также паразитируют на
эритроцитах, но биологически и генетически существенно отличаются от гемоплазм.
Род Bartonella относится к альфапротеобактериям, семейству Bartonellaceae,
насчитывает несколько десятков видов, некоторые из которых инфицируют животных,
включая кошек и собак, другие патогенны для человека. Поэтому, чтобы избежать
путаницы, не нужно использовать устаревшие названий гемоплазм.
В.В. Демкин

3.3 Диагностика и профилактика
хламидиоза домашних плотоядных животных

Введение диссертации по теме “Ветеринарная
эпизоотология, микология с микотоксикологией и иммунология”, Шамсутдинова,
Нажия Вагизовна, автореферат

Актуальность
темы. Хламидийные инфекции широко распространены среди всех видов млекопитающих
животных и птиц. Заболевание наносит существенный экономический ущерб различным
отраслям животноводства и птицеводства, вызывая гибель животных, патологию их
воспроизводительных органов, аборты, рождение мертвого или нежизнеспособного
приплода.

Больные
животные часто становятся источником инфекции для работников сельского
хозяйства и перерабатывающих производств, что приводит к возникновению
эпидемических вспышек. Распространенность возбудителей хламидиозов в природе среди
домашних и диких животных, а также птиц представляет постоянную угрозу
спорадических заболеваний для людей, профессионально не занятых в сельском
хозяйстве (12, 71, 101, 291).

В
доступной литературе имеются единичные сообщения о хламидийной природе заболеваний
у домашних собак и кошек (52, 53, 71, 72, 135). Тем не менее, многие вопросы
эпизоотологии, этиологии, симптоматики, патогенеза, диагностики, лечения и
профилактики хламидиоза домашних плотоядных животных остаются нерешенными и
требуют детального изучения.

Лабораторная
диагностика хламидиоза включает обнаружение
возбудителя в органах и тканях путем световой и люминесцентной микроскопии,
выделение возбудителя на куриных эмбрионах и культурах клеток, выявление в
сыворотках крови, больных и переболевших животных комплемент связывающих
антител. Эти тест-системы имеют целый ряд недостатков: длительность получения
ответа, низкая чувствительность и специфичность, субъективность оценки
результатов исследования.

В
последние годы для индикации и идентификации хламидий предложены современные
иммунохимические и молекулярногенетические методы, такие как: иммуноферментный
анализ, иммуноблотинг, гибридомные технологии, полимеразная цепная реакция и
др. (8, 30, 34, 58, 76). Перечисленные методы обладают высокой
чувствительностью, специфичностью, воспроизводимостью, возможностью
одновременно исследовать большое число проб, простотой постановки и учета
результатов, способностью выявлять межвидовые и меж-штаммовые различия
хламидий. Исходя из этого, перспективным является совершенствование
лабораторной диагностики хламидийных инфекций у домашних плотоядных с учетом
достижений современной биотехнологии.

Приоритетным
в профилактике и ликвидации хламидиозов сельскохозяйственных животных остается
применение антимикробных препаратов и вакцин. Разработаны и внедрены в
ветеринарную практику биопрепараты при хламидийных инфекциях крупного и мелкого
рогатого скота, свиней и птиц (49, 96, 109, 117), разработана и апробирована в
производственных условиях вакцина против хламидиоза пушных зверей (87).

Несмотря
на это, вопросы специфической профилактики хламидиоза у домашних плотоядных до
настоящего времени остаются открытыми. Кроме того, актуальным является
разработка научно обоснованных мероприятий по диагностике, профилактике и
ликвидации инфекционных болезней хламидийной природы у мелких домашних
животных.

Цель
и задачи исследований. Цель исследований – усовершенствовать средства
диагностики и профилактики хламидиоза домашних плотоядных животных (собак и
кошек).

В
соответствии с целью работы были поставлены следующие задачи:

–
провести комплекс исследований по выяснению встречаемости хламидиоза при
различной патологии у домашних плотоядных животных;

–
разработать тест-систему для серологической диагностики хламидиоза у собак и
кошек иммуноферментным методом;

–
разработать инактивированную вакцину против хламидиоза плотоядных животных.

Научная
новизна. Разработан новый метод получения антигена из очищенной культуры
хламидий.

Впервые
сконструирована и апробирована в лабораторных и производственных условиях
иммуноферментная тест-система для индикации в сыворотках крови домашних
плотоядных животных (собак и кошек) противохламидийных антител.

С
использованием разработанного набора диагностикумов проведен серологический
скрининг спонтанно зараженных хламидиями мелких домашних животных.

Разработана
инактивированная эмульсионная вакцина против хламидиоза плотоядных животных,
которая успешно апробирована в ветеринарной практике.

Практическая
ценность. Разработана иммуноферментная тест-система для ретроспективной
диагностики хламидиоза у домашних плотоядных.

Установлена
возможность использования указанной тест-системы для определения напряженности
иммунитета у собак и кошек после вакцинации против хламидиоза.

Разработана,
апробирована и успешно внедрена в ветеринарную практику вакцина против
хламидиоза домашних плотоядных.

Результаты
проведенных исследований вошли в следующие разработанные и внедренные в
практику нормативно-технические документы:

–
во “Временное наставление по применению вакцины против хламидиоза
плотоядных животных (пушных зверей, собак и кошек) инактивированной
эмульсионной (в порядке опыта)”, утвержденное ГУВ Кабинета министров РТ 21
марта 2000 г.;

–
во “Временную инструкцию по изготовлению и контролю иммунофермент-ной
тест-системы для выявления хламидийных антител у собак и кошек”,
утвержденную ректором КГАВМ 18 марта 2002 г.;

–
в “Технические условия на опытную партию иммуноферментных тестсистем для
выявления хламидийных антител у собак и кошек”, утвержденные ректором
КГАВМ 18 марта 2002 г.;

–
во “Временное наставление по применению иммуноферментной тест-системы для
выявления хламидийных антител у собак и кошек”, утвержденное ГУВ Кабмина
РТ 18 марта 2002 г.

Апробация
работы. Основные положения диссертации доложены на:

–
Ежегодных итоговых заседаниях ученых советов Казанской государственной академии
ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана (1999-2001 г.г.).

–
Научно-практических конференциях по проблемам ветеринарии и зоотехнии (Казань,
1999, 2001 и 2002 г.г.).

–
Международной научной конференции, посвященной 70-летию образования
зооинженерного факультета (Казань, 2000 г.).

–
Научно-практической конференции “Актуальные проблемы биологии и
ветеринарной медицины мелких домашних животных” (Киров, 2001 и 2002).

–
Научно-практической конференции “Актуальные вопросы ветеринарной медицины
домашних животных” (Екатеринбург, 2000 и 2001 г.г.).

–
Научно-практической конференции “Ветеринарная медицина. Современные проблемы
и перспективы развития” (Саратов, 2001 г.).

–
IX и X международных ветеринарных конгрессах (Москва, 2001 и 2002 г.г.).

Публикация
результатов исследования. По теме диссертации опубликовано 14 научных работ.
Разработаны нормативно-технические документы на биопрепараты: два наставления,
одна инструкция и одни технические условия.

Основные
положения диссертации, выдвигаемые для защиты:

–
результаты клинико-эпизоотологических и лабораторных исследований поголовья
домашних плотоядных в отношении хламидийных инфекций;

–
оценка эффективности общепринятых, разработка и совершенствование методов
ретроспективной диагностики хламидиозов собак и кошек;

–
разработка инактивированной эмульсионной вакцины против хламидиоза 9 плотоядных
животных.

Объем
и структура диссертации. Диссертация изложена на 149 страницах компьютерного
текста (текстовый редактор “Mikrosoft Word 2000”, стиль “Times
New Roman”, размер шрифта 14 пт, интервал полуторный) и включает:
введение, обзор литературы, материалы и методы исследований, результаты
собственных исследований (4 главы), обсуждение результатов исследования,
выводы, практические предложения и указатель литературы (всего 295 источника, в
том числе 155 иностранных и 9 ссылок на сайты Internet). Диссертация
иллюстрирована 9 таблицами и 14 рисунками. Прилагаются разработанные
нормативно-технические и другие документы, подтверждающие результаты
исследований, их научно-практическую ценность.

Заключение
диссертационного исследованияна тему “Диагностика и профилактика
хламидиоза домашних плотоядных животных”

5.
ВЫВОДЫ

1.
Клинико-эпизоотологическими и лабораторными исследованиями установлено
значительное распространение у мелких домашних животных хла-мидийных инфекций:

–
симптомы характерные для хламидийных инфекции встречаются у 5-20% от общего
числа собак и кошек, владельцы которых обращаются к ветеринарным специалистам.

–
в реакции связывания комплемента с хламидийным антигеном в диагностических
титрах реагируют 13,2% сывороток крови, полученных от подозрительных по
заболеванию хламидиозом домашних плотоядных.

–
при исследовании методом люминесцентной микроскопии клинических материалов,
полученных от подозрительных по заболеванию хламидиозом собак и кошек, в 62,5%
случаях выявляется специфическое внутриклеточное свечение хламидийного антигена.

2.
Комбинированное использование при диагностике хламидиоза у собак и кошек
люминесцентной микроскопии (РИФ) и серологических тестов (РСК) позволяет
выявлять на 33,3 % больше реагирующих животных.

3.
Сконструированная иммуноферментная тест-система для выявления хламидийных
антител у собак и кошек эффективна при подтверждении ранее установленного
другими методами диагноза на хламидиоз у спонтанно больных собак и кошек,
серологическом скрининге поголовья мелких домашних животных в отношении
хламидиоза, а также оценке иммунитета у вакцинированных животных.

4.
Анализ результатов исследования сывороток крови подозрительных по заболеванию
собак и кошек иммунопероксидазным методом показал, что диагностический титр при
индикации хламидийных антител в ИФА должен составлять 1:100 и выше.

104

5.
При сравнительном исследовании сывороток крови, полученных от подозрительных по
заболеванию хламидиозом домашних плотоядных, в РСК и ИФА с хламидийным
антигеном в диагностических титрах реагируют соответственно 13,2% и 31,7%, что
свидетельствует о высокой специфичности последней.

6.
Серологическим скринингом поголовья собак и кошек в г. Казани выявлено 15,8%
домашних плотоядных, в сыворотках крови которых циркулируют специфические
хламидийные антитела.

7.
Разработанная вакцина против хламидиоза плотоядных животных является
безвредной, стерильной и иммуногенной при испытании в лабораторных условиях.

8.
Однократная иммунизация собак и кошек вакциной против хламидиоза плотоядных
животных в условиях ветеринарной клиники вызывает образование хламидийных
антител, выявляемых в РСК и ИФА в титрах 1:10-1:40 и 1:100-1:400
соответственно, у 100% вакцинированных особей.

6.
ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ

На
основании проведенных исследований внесены следующие практические предложения:

1.
С целью предупреждения заболевания домашних плотоядных хламидиозом ветеринарные
специалисты обязаны регистрировать все случаи абортов и мертворождений у самок,
уретритов и орхитов у самцов, конъюнктивитов, а также гибели приплода в первые
дни жизни и принимать все меры для установления причин, вызвавших эту
патологию;

2.
Руководители и ветеринарные специалисты клубов по разведению собак и кошек
обязаны учитывать эпизоотическое состояние хозяйств, в которых заготавливаются
корма животного происхождения для домашних плотоядных, а при необходимости
принимать меры для исследования их лабораторными методами.

3.
Недопустимо использование подозрительных по заболеванию животных для получения
потомства до выяснения диагноза. Самцов, при спаривании л с которыми у самок наблюдаются
аборты, мертворождения и рождение слабого нежизнеспособного молодняка, для
дальнейшего разведения не допускаются и должны подвергаться лабораторным
исследованиям на хламидиоз.

4.
При диагностике заболевания у мелких домашних животных (собак и кошек)
необходимо использовать сочетание серологических тестов и методов индикации
антигенов хламидий в тканях;

5.
Иммуноферментная тест-система для выявления хламидийных антител у собак и кошек
предложена для промышленного изготовления (Временное наставление по применению
иммуноферментной тест-системы для выявления хламидийных антител у собак и
кошек, утверждено ГУВ Кабмина РТ 18 марта 2002 г.) и может быть использована в
ветеринарной практике для подтверждении ранее установленного другими методами
диагноза на хламидиоз у спон

106
танно больных собак и кошек, серологическом скрининге поголовья мелких домашних
животных в отношении хламидиоза, а также оценке иммунитета у иммунизированных
животных;

6.
Для специфической профилактики заболевания рекомендуется прививать домашних
плотоядных специфическими биопрепаратами. Вакцина против хламидиоза плотоядных
животных (ВНИВИ) предложена для промышленного изготовления (Временное
наставление по применению вакцины против хламидиоза плотоядных животных
инактивированной эмульсионной, утверждено ГУВ Кабинета министров РТ 21 марта
2000 г.);

7.
Следует вести разъяснительную работу среди владельцев домашних плотоядных об
опасности данного заболевания для человека. Лица, ухаживающие за больными
животными, а также ветеринарные специалисты, оказывающие гинекологическую и
терапевтическую помощь, должны соблюдать меры личной профилактики.

Заканчивая
работу, выражаю благодарность ректорату Казанской академии ветеринарной
медицины им. Н.Э. Баумана и дирекции Республиканского Центра по профилактике и
борьбе со СПИДом (г. Казань) за предоставленную возможность выполнения и
оформления работы.

Приношу
искреннюю признательность и благодарность моему научному руководителю кандидату
биологических наук Валерию Валентиновичу ГЕРАСИМОВУ и научному консультанту
профессору Рустаму Хамитовичу РАВИЛОВУ за повседневное руководство и помощь при
работе над диссертационной темой.

Выражаю
сердечную благодарность сотрудникам отдела культивирования и идентификации
вирусов РЦГТБ СПИД, лаборатории контроля и индикации возбудителей вирусных и
хламидийных инфекций в объектах ветеринарного надзора ВНИВИ, кафедры патологии
мелких животных и оперативной хирургии и других подразделений КГАВМ, а также
руководству и специалистам ветеринарных клиник и лабораторий за чуткое
отношение и товарищескую помощь при выполнении экспериментальной части работы.

Заключение.

Известно,
что домашние плотоядные нередко подвержены инфекционным заболеваниям,
характеризующимся различными нарушениями течения беременности, рождением
слабого нежизнеспособного молодняка, поражением мочеполовой сферы у самцов,
конъюнктивитами и другими симптомами, этиология которых зачастую остается
невыясненной. Исходя из этого, особого внимания заслуживает проблема
установления природы, в т.ч. и хламидийной, этих патологий.

Среди
поголовья домашних плотоядных города Казани нами проведено эпизоотологическое
обследование с целью установления причин возникновения и закономерностей
распространения хламидийных инфекций. Были выявлены потенциальные источники и
совокупность факторов передачи возбудителей инфекции, а также контингент
восприимчивых животных.

При
разведочных серологических исследованиях собак и кошек установлена
серопозитивность в РСК соответственно 13,9 и 12,8% животных, из числа
подозрительных по заболеванию хламидиозом.

В
результате лабораторных исследований клинического материала от этих животных
методом люминесцентной микроскопии в 62,5% случаях в мазках-отпечатках РИФ было
выявлено специфическое внутриклеточное свечение хламидийного антигена. Корреляция
результатов РСК и РИФ составила 66,1%.

Разработана
иммуноферментная тест-система для выявления хламидийных антител в сыворотках
крови собак и кошек. Создан диагностический набор биопрепаратов.

Детальное
описание разработанной методики нашло отражение в нормативно-технических
документах: а) Временной инструкции по изготовлению и контролю
иммунофермент-ной тест-системы для выявления хламидийных антител у собак и
кошек; б) Технических условиях на иммуноферментную тест-систему для выявления
хламидийных антител у собак и кошек (ТУ 9388-001-00493623-02);

88
в) Временном наставлении по применению иммуноферментной тест-системы для
выявления хламидийных антител у собак и кошек (в порядке опыта).

Кроме
того, нами испытана возможность использования этого набора препаратов для
оценки поствакцинального иммунитета, а также серологического скрининга
поголовья мелких домашних животных (собак и кошек) в отношении хламидийных
инфекций.

Для
специфической профилактики хламидиозов плотоядных животных разработана
инактивированная эмульсионная вакцина. Изготовлена опытно-промышленная партия
биопрепарата, которая успешно прошла лабораторные и производственные испытания.
В производственных условиях вакцина использована для иммунизации собак и кошек,
содержащихся в домашних условиях. Временное наставление по применению вакцины
против хламидиоза плотоядных животных инактивированной эмульсионной, утверждено
ГУВ Кабинета министров РТ 21 марта 2000 г.

Внедрение
этих разработок в ветеринарную практику специалистами ветеринарных лечебниц
позволяет успешно бороться с хламидиозами домашних собак и кошек.

4.
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЙ

В
условиях загрязнения окружающей среды, повышения уровня фоновой радиации и
высокой степени урбанизации перед человечеством возникла проблема
иммунодефицита, который становится причиной снижения резистентности человека и
животных к возбудителям инфекционных болезней. В настоящее время регистрируется
целый ряд инфекционных болезней вирусной и бактериальной природы, которые в
последние 20-30 лет получили значительное распространение среди людей и
животных. Одним из таких заболеваний является хламидиоз.

Многие
вопросы диагностики, профилактики и ликвидации хламидиозов сельскохозяйственных
животных (крупного рогатого скота, овец, коз, свиней и лошадей) изучены
достаточно хорошо, результаты этих исследований широко используются в
ветеринарной практике. Однако в доступной литературе нами были найдены лишь
единичные сообщения об этиологической роли хламидий в патологии мелких домашних
животных (19, 52, 71, 72, 92, 135, 153, 182, 248).

Недостаточная
изученность данного вопроса; значительный экономический ущерб, причиняемый
инфекционными болезнями служебному собаководству и заводчикам собак и кошек;
моральный ущерб, причиняемый владельцам при заболевании домашних питомцев;
отсутствие или несовершенство методов диагностики, мер борьбы и профилактики
хламидиоза явились основанием для изучения данного заболевания у домашних
плотоядных.

В
целях установления этиологической роли хламидий в патологии беременности самок,
поражения мочеполовой сферы у самцов, в проявлениях кератоконъюнктивитов,
поражении центральной нервной системы и др., а также гибели молодняка в первые
дни после рождения, нами среди поголовья домашних собак и кошек в городе
Казани, были проведены эпизоотологические, клинические, серологические,
патологоанатомические исследования; а также совершенствование методов
диагностики и специфической профилактики хламидиозов.

При
анализе эпизоотической ситуации учитывали условия содержания и кормления
животных, результаты щенения самок и сохранности щенков, результаты экспертиз
ветеринарных лабораторий, другие показатели и материалы. Проводились
разведочные серологические исследования сывороток крови подозрительных по
заболеванию хламидиозом мелких домашних животных.

В
результате проведенной работы установлено, что причиной широкого
распространения хламидиозов среди домашних плотоядных (собак и кошек)
оказались: отсутствие эффективных средств диагностики, профилактики и борьбы с
данной инфекцией; недостаточное информирование владельцев о возможности
заболевания их питомцев хламидийными инфекциями; нарушение правил содержании и
спаривании мелких домашних животных; бесконтрольное использование для их
кормления продуктов убоя сельскохозяйственных животных и другие факторы.

По
данным, полученным из разных источников, от 5 до 20% домашних плотоядных,
владельцы которых обращаются к ветеринарным специалистам, имеют клинические
признаки, характерные для хламидийных инфекций, и этиология их остается не
выясненной. По нашему мнению и по мнению ряда авторов (71, 72, 74, 182),
хламидии могут играть значительную этиологическую роль при различной патологии
у домашних собак и кошек.

Лабораторная
диагностика хламидиоза представлена вполне тривиальным набором методов.

Цитологический
метод, основанный на визуальном исследовании прокрашенного мазка под большим
увеличением светового микроскопа (х900-1500), являясь одним из наиболее старых,
тем не менее, до сих пор не утратил своего значения. Достоинством
цитологических методов является дешевизна и возможность одновременного
выявления других инфекций; недостатком – низкая чувствительность (по разным
оценкам 10-40%). Поэтому упомянутые методы используются в ветеринарной
практике, в основном, как дополнительные или мониторинговые.

Культуральный
метод основан на способности хламидий к размножению на перевиваемых линиях
клеток млекопитающих или клеток желточных мешочков куриных эмбрионов.
Культуральный метод считается “золотым стандартом” с условной
чувствительностью – 100% (в действительности – не более 80%). Чувствительность
остальных методов принято выражать в процентах по отношению к культуральному
методу. К недостаткам метода следует отнести его трудоемкость и длительность, а
в случае с мелкими домашними животными также отсутствие специальных культур
клеток.

Для
совершенствования диагностики хламидиоза в последние годы предложены
иммуноферментные и иммунофлюоресцентные методы выявления антигена в клиническом
материале. Первый из них не получил широкого распространения в ветеринарной
практике из-за высокого процента ложноположи-тельных и ложноотрицательных
результатов исследования. Второй в настоящее время является одним из наиболее
перспективных экспресс методов диагностики заболевания. Несмотря на высокую
чувствительность и специфичность, метод иммунофлуоресценции не достаточно
широко используется в ветеринарных лабораториях при диагностике хламидиозов.
Это было, главным образом, связано с отсутствием специальных диагностических
наборов, оборудования и специалистов, а также дискредитацией метода
некомпетентными лицами, использующими при исследованиях флуоресцирующие
антитела с низкими показателями красящего титра и неадекватно оценивающими
результаты исследований.

Следует
отметить, что медицинские специалисты сравнительно давно, широко и с успехом
используют РИФ для ранней диагностики хламидийных инфекций человека (119).

Недостатками
указанных методов является, необходимость специального оборудования и реактивов,
а также высокой квалификации исследователей.

Использование
серологических методов для выявления хламидийных антител при диагностике
хламидиоза у человека и животных не позволяет с достаточной степенью
уверенности говорить о наличии или отсутствие данного заболевания, т.к. эти
тесты не позволяют отличить наличие инфекции в настоящее время, перенесенное
заболевание и вакцинный иммунитет. Кроме того, специфика паразитирования
хламидий в организме хозяина обуславливает не всегда адекватную заболеванию
ответную иммунную реакцию зараженного организма. В связи с этим, в настоящее
время в медицинской практике имму-ноферментный метод выявления хламидийных
антител используют главным образом для подтверждения диагноза установленного
другими методами (119).

Общепринятым
тестом для ретроспективной диагностики хламидиозов, применяемым во всех странах
мира, является реакция связывания комплемента (81, 128, 130, 140 ,235, 236, 284
и другие). У нас в стране разработаны “Методические указания по
лабораторной диагностике хламидийных инфекций у животных”, утвержденных
Департаментом ветеринарии Минсельхозпрода РФ 30 июня 1999 г., где также
рекомендуется применять РСК в качестве серологического метода диагностики и при
этом связывание комплемента сывороткой крови в разведении 1:5 считают
сомнительной реакцией, а в разведении 1:10 и более принято в качестве
диагностического титра.

Для
постановки реакции в нашей работе мы использовали групповидос-пецифический
антиген, изготовленный по методу Боровика Р.В. с соавт. (9) в условиях лаборатории
вирусологии ВНИВИ, согласно “Временных инструкций по изготовлению,
контролю набора антигенов и сывороток для серологической диагностики
хламидиозов сельскохозяйственных животных и набора флуоресцирующих
иммуноглобулинов и контрольных сывороток для диагностики хламидиозов
сельскохозяйственных животных”, утвержденных ГУВ Госагропро-ма СССР 30
ноября 1987 года.

При
исследовании в РСК 287 сывороток, полученных от подозрительных по заболеванию
хламидиозом домашних плотоядных в диагностических титрах реагировали 38 (13,2%)
животных из числа исследованных, число реагирующих колебалось в пределах
4,4-19,0% по разным группам. Эти данные подтверждают результаты исследования
сывороток крови сельскохозяйственных животных (22, 130), пушных зверей и
домашних плотоядных (53, 71, 92, 87, 88).

От
подозрительных по заболеванию хламидиозом собак и кошек получали клинический
материал. В РИФ было исследовано 48 проб, из них 20 были взяты у собак и 28 у
кошек. В 30 (62,5%) случаях методом люминесцентной микроскопии в мазках-отпечатках
было выявлено специфическое внутриклеточное свечение хламидийного антигена (12
у собак и 18 у кошек). В РИФ возбудитель чаще всего обнаруживался в мазках-отпечатках
с конъюнктивы и соскобах с уретры.

Обобщенные
результаты исследования подозрительных по хламидиозу домашних плотоядных
животных (собак и кошек) в РСК и РИФ показали, что эти методы дополняют друг
друга при индикации заболевания у мелких домашних животных. Об этом говорит
высокое значение суммы показателей “РСК-/ РИФ+”, “РСК±/
РИФ-” и “РСК+/ РИФ-“, которая составляет 33,3%. Иными словами в
эту группу входят животные, у которых хламидиоз установлен одним из тестов (РСК
или РИФ), причем в первом случае мы обнаруживаем антитела, а во втором антиген.
Таким образом, используя комбинацию двух разных методов диагностики, нам
удается выявить большее число реагирующих животных. Сочетания ретроспективных
тестов и методов индикации антигена в тканях широко используется в гуманитарной
медицине (119).

Следует
также отметить, что для кошек сумма вышеуказанных показателей почти в два раза
выше (39,3%), чем для собак (20,0%). Это, скорее всего, связано с тем, что у
первых заболевание чаще проявляется конъюнктивитами, при которых циркулирующие
в крови антитела образуются в небольшом количестве (общепринятые методы
серологической диагностики их не обнаруживают), в тоже время генитальная форма
хламидиоза у кошек, хотя и сопровождается образованием антител в
диагностических титрах, не всегда протекает типично, поэтому хламидийный
антиген при патологиях органов размножения малодоступен для индикации
люминесцентным методом.

Учитывая
высокую чувствительность, специфичность и экспрессность иммунопероксидазных
методов по сравнению с РСК при выявлении антител в сыворотках крови, нами была
проделана работа по разработке иммуноферментной тест-системы для
ретроспективной диагностики хламидиоза у мелких домашних животных (собак и
кошек). К началу наших исследований в доступной литературе имелись сведения об
использовании подобных тест-систем для выявления хламидийных антител у человека
и животных (15, 33, 65, 68, 103, 105, 121, 128, 129, 264, 265, 279 и другие).

Нами
были испытаны различные способы получения антигенов для модельных опытов и
разные варианты выполнения ИФА. При выполнении твердофазного варианта ИФА важным
моментом, предшествующим самой реакции, является подготовка антигена. Именно
его качеством определяется чувствительность и специфичность конкретной
тест-системы, поэтому для сравнения в ИФА нами были получены и испытаны
лизатные антигены хламидий штамма “Ростиново-70”. В качестве
детергентов мы использовали: 0,1%-ный раствор додецилсульфата натрия, 1%-ный
раствор дезоксихолата натрия, 1%-ный раствор твина-80, 1%-ный раствор
тритона-ХЮО, также нами была разработана оригинальная схема очистки и концентрации
лизированных антигенов хламидий.

Наиболее
специфичным оказался антиген, полученный из фракции собранной в 35%-ной
сахарозе ступенчатого градиента, которая подвергалась обработке 1%-ным
дезоксихолатом натрия. Коэффициент его специфичности в ИФА при концентрации 6
мкг/мл составлял для сывороток кошек 10,6, собак -11,8.

Полученный
антиген не реагировал с гетерологичными сыворотками, содержащими антитела
против микоплазам и вирусов чумы плотоядных.

Хламидийные
сыворотки получали на клинически здоровых серонега-тивных беспородных собаках и
кошках. В качестве антигена для иммунизации мы использовали смесь хламидий
штаммов “КС-93” и “КК-99”. Интервалы между введениями
антигенов составляли 14-15 дней. Все полученные иммунные хламидийные сыворотки
сводили в серию с таким расчетом, чтобы специфическая активность приготовленной
серии сыворотки была в РСК не ниже, чем 1:40. Контрольные (отрицательные)
сыворотки получали от серонегативных интактных собак и кошек. Их обработку
проводили аналогично схеме получения положительных сывороток. Контрольные
(отрицательные) сыворотки также объединяли в одну серию.

В
качестве конъюгата мы использовали белок А, меченный пероксидазой хрена (НПО
“Пептоскрин-2”, г. Электросталь). Титр конъюгата определяли путем
“шахматного” титрования специфического антигена и положительных
хламидийных сывороток.

Кроме
того, нами был подобран регламента постановки реакции. При этом мы учитывали,
что иммуноферментная тест-система относится к экспрессным методам диагностики,
т.е. экспозиция реагентов должна быть наименьшей. Кроме того, чрезмерное
увеличение времени инкубации планшете с реагентами в термостате часто приводит
к снижению коэффициента специфичности тест-системы. В тоже время мы учитывали,
что короткая экспозиция приводит к появлению ложноотрицательных результатов.
Оптимальным временем экспозиции сывороток оказалась инкубация планшета в
термостате в течение 60 минут, конъюгата – 40 минут. Полученные нами результаты
согласуются с данными полученными исследователями, которые также разрабатывали
иммуноферментные тест-системы для выявления специфических антител (6, 7).

В
результате исследований нами разработан набор для диагностики хламидиоза собак
и кошек в ИФА путем выявления антител, включающий: сорбированный специфическим
хламидийным антигеном планшет для иммунологических реакций; положительные и
отрицательные контрольные образцы сывороток крови собак и кошек; конъюгат;
концентрат фосфатно-солевого раствора с твином; цитратный буферный раствор с
перекисью водорода; хромоген и стоп-реагент.

ИФА
с использованием этой тест-системы выполняется по непрямому методу:

–
планшет или необходимое количество стрипов разборного планшета один раз
промывают раствором ФСР-Т;

–
контрольные и исследуемые образцы разводят в растворе ФСР-Т 1:100 и вносят по
100 мкл в лунку (контрольные образцы вносят каждый в 2 лунки);

–
в одну лунку не вносят ни контрольные, ни исследуемые сыворотки (контроль
конъюгата);

–
планшет или стрипы разборного планшета помещают во влажную камеру и инкубируют
60 минут при 37°С;

–
лунки 4 раза промывают раствором ФСР-Т, остатки содержимого лунок удаляют
легким постукиванием по 4-5 слоям фильтровальной бумаги;

–
в каждую лунку планшета или стрипа разборного планшета вносят по 100 .> мкл
рабочего раствора конъюгата, после чего планшет или стрипы помещают во влажную
камеру и инкубируют 40 минут при температуре 37°С;

–
лунки 5 раз промывают раствором ФСР-Т, остатки содержимого лунок удаляют легким
постукиванием по 4-5 слоям фильтровальной бумаги;

–
в каждую лунку планшета или стрипа вносят по 100 мкл субстратного раствора и
инкубируют при комнатной температуре в темном месте в течение 10-15 минут;

–
реакцию останавливают добавлением в лунки по 50 мкл стоп-реагента и проводят
учет результатов ИФА.

Результаты
ИФА мы регистрировали с помощью спектрофотометра Mul-tiskan, измеряя оптическую
плотность (ОП) смеси реагентов в лунках при длине волны 492 нм. «0» (бланк)
устанавливали по воздуху. Результат подлежал учету, если среднее значение ОП
отрицательных контрблей (ОП ср. К-) не превышало 0,2 оптические единицы (о.е.),
а среднее значение ОП положительных контролей (ОП ср. К+) составляло не менее
0,8 о.е. Положительными считали образцы исследуемых сывороток, ОП которых
превышала критическое значение ОП (ОП крит.), которое рассчитывали по формуле:
ОП крит.= ОП ср. К- + 0,2.

Сконструированная
нами тест-система имеет достаточно высокий коэффициент специфичности (6,5-7,5),
что позволяет регистрировать результаты анализа не только инструментально, но и
визуально по интенсивности окрашивания цветной реакции ферментзависимой метки с
субстратом. Положительными считали образцы, интенсивность окрашивания которых в
лунках с исследуемой сывороткой отчетливо отличалась от таковой в отрицательном
контроле. Интенсивность окрашивания положительного контроля при этом должна
была быть достаточно выраженной.

При
определении критериев оценки результатов исследования сывороток крови
подозрительных по заболеванию хламидиозом домашних плотоядных о,
иммунопероксидазным методом мы учитывали обобщенные данные собственных
исследований, а также анализировали сообщения по данному вопросу в доступной
литературе. Нашими предыдущими (87) и настоящими исследованиями установлено,
что для экспериментально и спонтанно зараженных хла-мидиями собак и кошек
диагностическим титром является разведение сыворотки 1:100. Такой критерий
оценки позволяет в наибольшей степени избежать получения как лоноположительных,
так и ложноотрицательные результатов ИФА. Многие исследователи также указывают,
что ИФА на порядок более чувствителен, чем РСК (1, 36, 126, 127, 128, 130, 203,
270). Исходя из этих данных, диагностический титр иммунопероксидазного метода
при индикации хламидийных антител должен составлять 1:100, т.к. в РСК
положительным принят титр сыворотки 1:10.

В
ИФА нами были исследованы 287 проб сывороток крови мелких домашних животных, из
них 91 проба (31,7%) реагировала в диагностических титрах (1:100 и выше).

Сравнительное
изучении эффективности использования РСК и ИФА для ретроспективной диагностики
хламидиоза у собак и кошек показало, что совпадение результатов двух тестов
отмечается в 80,1% случаев. Значение показателя “РСК отрицательно / ИФА
положительно”, равное 19,2% (при исследовании сывороток собак – 17,6%,
кошек – 20,1%), говорит о более высокой чувствительности последней. При этом в
ИФА отдельные полевые сыворотки реагировали в титре 1:1600, что говорит о
высокой чувствительности теста при диагностике хламидиоза у собак и кошек.
Представленные данные находятся в соответствии с результатами других
исследователей (65, 229, 543, 569 и другие), которые также отмечали высокую
чувствительность, специфичность и воспроизводимость ИФА, а также целый ряд
преимуществ метода перед РСК (3, 130, 203, 270, 279 и другие).

Таким
образом, нашими исследованиями установлена возможность применения реакции
связывания комплемента и иммуноферментного анализа для ретроспективной
серологической диагностики хламидиозов у домашних собак и кошек. При этом
установлено, что использование в качестве диагностического теста ИФА более
эффективно.

Разработанный
и испытанный нами набор препаратов для выявления хламидийных антител в ИФА
обеспечивал индикацию и идентификацию заболевания у спонтанно инфицированных
домашних плотоядных. Кроме того, мы предлагаем использовать этот метод для
оценки эффективности иммунитета при вакцинации против хламидиоза и
серологического скрининга поголовья мелких домашних животных (собак и кошек).

В
настоящее время не возможно представить борьбу с хламидийными инфекциями
животных без применения иммуногенных препаратов. Получением вакцин активно
занималась целая группа исследователей (47, 96, 109, 110, 111, 112, 117, 131,
152, 215,216, 223, 225, 239 и многие другие).

В
нашей стране созданы и внедрены в ветеринарную практику вакцины против
хламидиозов крупного и мелкого рогатого скота, свиней. В последние годы
разработаны вакцины против хламидиозов пушных зверей, собак и кошек, однако их
качество не всегда удовлетворяет требованиям ветеринарных специалистов.

Нами
была проделана работа по разработке биопрепарата для профилактики хламидиоза
плотоядных животных. Для этого была использована технология получения
инактивированной эмульсионной вакцины, разработанная Хамадеевым Р.Х. с соавт.
(ТУ 10-07-253-91).

Были
подобраны: иммуногенные штаммы хламидий, выделенные от пушных зверей, собак и
кошек; режимы их инактивации; эмульгаторы, дающие удобную для применения
препарата консистенцию и не обладающие повышенной реактогенностью в организме.
Проведены лабораторные и производственные испытания вакцины против хламидийных
инфекций плотоядных животных.

Учитывая
достаточную иммуногенность штаммов хламидий “БЛ-84”,
“ПП-87”, “КС-93” и “КК-99” (соответственно
возбудителей хламидиозов лисиц, песцов, собак и кошек), они были использованы
при изготовлении вакцинного препарата.

По
методу, описанному Хамадеевым Р.Х. с соавт. (108) получена биомасса
вышеуказанных штаммов. Разработана схема очистки и концентрации элементарных
телец хламидий путем дифференциального и на градиенте сахарозы
центрифугирования. Получены гомогенная и инактивированная взвесь хламидий с
высоким содержанием специфического антигена, пригодная для приготовления
препарата.

На
основе двух эмульгаторов: легкого минерального “вакцинного” масла,
изготовленного на Ангарском нефтехимическом заводе (43% в конечном продукте) и
безводного ланолина (7% в конечном продукте) получена вакцина, которая имела
стабильную при длительном хранении сметанообразную консистенцию и при
температуре 30-37°С легко набиралась в шприц и вводилась животным подкожно и
внутримышечно. Применение указанного масляного адъюванта повышает иммуногенность
вакцин против хламидиоза (109).

В
условиях лаборатории было установлено, что полученная вакцина безвредна и
стерильна; при подкожном и внутримышечном введении обеспечивает у 100% морских
свинок формирование иммунитета.

При
вакцинации белых мышей препарат защищал от внутрибрюшинного заражения штаммом
“250” 83,3-86,7% лабораторных животных. Иммунизированных белых мышей
заражали штаммом “250”, т.к. его летальность для белых мышей при
внутрибрюшинной контаминации составляет 100%, что облегчает учет иммуногенных
свойств вакцинного препарата. Использование морских свинок и белых мышей для
оценки соответственно антигенных свойств и им-муногенности противохламидийных
биопрепаратов предлагали и другие исследователи (109, 206, 215).

Кроме
того, антигенность вакцины против хламидиоза плотоядных животных изучалась в
условиях лаборатории на собаках и кошках путем анализа сероконверсии у
подопытных животных через 2 и 4 недели после введения биопрепарата. Было
установлено, что однократная вакцинация вызывает у домашних плотоядных
накопление в сыворотках крови хламидийных антител, выявляемых в РСК и ИФА.
Через 4 недели после инъекции титры антител в РСК и ИФА составили при
внутримышечном введении 1:10-1:80 и 1:1001:1600 соответственно у 100% животных.
В этом плане наши результаты согласуются с данными других исследователей (3,
178). Аналогичная картина наблюдалась при изучении сероконверсии после
вакцинации против лептоспироза (4).

Для
оценки иммуногенности вакцинных препаратов, в том числе и против хламидиоза,
наравне с серологическими методами и экспериментальным заражением, используют и
гистологические исследования иммунокомпетентных органов привитых животных.

Проведенные
исследования свидетельствовали, что микроморфологические изменения в органах
животных разных видов не имели резких отличий.

При
микроскопических исследованиях гистологических срезов, приготовленных из
органов морских свинок, собак и кошек, иммунизированных инактивированной
эмульсионной вакциной против хламидиоза плотоядных животных (ВНИВИ), были
обнаружены потоморфологические изменения, которые свидетельствували, что данный
биопрепарат оказывает достаточно выраженное иммунологическое действие на
организм, что подтверждается выраженными лимфоидно-гиперпластическими
процессами в иммунокомпетентных органах.

Кроме
того, мы отмечаем, что вакцина обладает и умеренными реактогенными свойствами,
которые вполне допустимы и не приводят к развитию необратимых процессов в
органах и тканях иммунизированных животных.

С
целью сравнительного изучения эффективности отечественных биопрепаратов против
хламидиоза кошек и собак в условиях лаборатории нами была проведена иммунизация
котят 3-4 месячного возраста и щенят 2,5-4 месячного отечественных
противохламидийными биопрепаратами для мелких домашних животных: ассоцированной
вакциной “Мультифел-4” против пан-лейкопении, калицивироза,
гервесвироза и хламидиоза кошек (НПО “Нарвак”), вакциной против
хламидиоза пушных зверей, собак и кошек “Хламикон” (ЗАО
“Ветзвероцентр”) и вакциной против хламидиоза плотоядных животных
(ВНИВИ).

Нами
установлено, что титры хламидийных антител у подопытных котят после введения
вакцины против хламидиоза плотоядных животных (ВНИВИ) были несколько выше, чем
после применения “Мультифел-4”, однако эти показатели отличались
недостоверно (Р>0,1). У групп котят и щенков, вакцинированных вакциной
“Хламикон” уровень специфических антител был достоверно

102
ниже такового после иммунизации вакциной против хламидиоза плотоядных животных
(ВНИВИ).

При
испытании опытной серии вакцины в условиях ветеринарной клиники мы провели
иммунизацию собак и кошек, содержащихся в домашних условиях. Было вакцинировано
24 собаки и 32 кошки. Препарат вводили однократно внутримышечно в дозе 0,5 мл с
массой тела до 10 кг и однократно внутримышечно в дозе 1 мл с массой тела свыше
10 кг. Исследование сывороток крови иммунизированных животных спустя 30 дней
после вакцинации показало высокую иммуногенность биопрепарата.

В
заключение следует подчеркнуть, что проведенные нами исследования позволили:
установить распространение хламидийных инфекций среди домашних плотоядных
животных; усовершенствовать средства и методы диагностики хламидиоза у собак и
кошек; разработать вакцину для профилактики заболевания у плотоядных животных и
доказать её эффективность.

Заключение диссертационного исследованияна тему “Диагностика и профилактика
хламидиоза домашних плотоядных животных”

5.
ВЫВОДЫ

1.
Клинико-эпизоотологическими и лабораторными исследованиями установлено
значительное распространение у мелких домашних животных хла-мидийных инфекций:

–
симптомы характерные для хламидийных инфекции встречаются у 5-20% от общего
числа собак и кошек, владельцы которых обращаются к ветеринарным специалистам.

–
в реакции связывания комплемента с хламидийным антигеном в диагностических
титрах реагируют 13,2% сывороток крови, полученных от подозрительных по
заболеванию хламидиозом домашних плотоядных.

–
при исследовании методом люминесцентной микроскопии клинических материалов,
полученных от подозрительных по заболеванию хламидиозом собак и кошек, в 62,5%
случаях выявляется специфическое внутриклеточное свечение хламидийного
антигена.

2.
Комбинированное использование при диагностике хламидиоза у собак и кошек
люминесцентной микроскопии (РИФ) и серологических тестов (РСК) позволяет
выявлять на 33,3 % больше реагирующих животных.

3.
Сконструированная иммуноферментная тест-система для выявления хламидийных
антител у собак и кошек эффективна при подтверждении ранее установленного
другими методами диагноза на хламидиоз у спонтанно больных собак и кошек,
серологическом скрининге поголовья мелких домашних животных в отношении
хламидиоза, а также оценке иммунитета у вакцинированных животных.

4.
Анализ результатов исследования сывороток крови подозрительных по заболеванию
собак и кошек иммунопероксидазным методом показал, что диагностический титр при
индикации хламидийных антител в ИФА должен составлять 1:100 и выше.

5.
При сравнительном исследовании сывороток крови, полученных от подозрительных по
заболеванию хламидиозом домашних плотоядных, в РСК и ИФА с хламидийным
антигеном в диагностических титрах реагируют соответственно 13,2% и 31,7%, что
свидетельствует о высокой специфичности последней.

6.
Серологическим скринингом поголовья собак и кошек в г. Казани выявлено 15,8%
домашних плотоядных, в сыворотках крови которых циркулируют специфические
хламидийные антитела.

7.
Разработанная вакцина против хламидиоза плотоядных животных является
безвредной, стерильной и иммуногенной при испытании в лабораторных условиях.

8.
Однократная иммунизация собак и кошек вакциной против хламидиоза плотоядных
животных в условиях ветеринарной клиники вызывает образование хламидийных
антител, выявляемых в РСК и ИФА в титрах 1:10-1:40 и 1:100-1:400
соответственно, у 100% вакцинированных особей.

6.
ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ

На
основании проведенных исследований внесены следующие практические предложения:

1.
С целью предупреждения заболевания домашних плотоядных хламидиозом ветеринарные
специалисты обязаны регистрировать все случаи абортов и мертворождений у самок,
уретритов и орхитов у самцов, конъюнктивитов, а также гибели приплода в первые
дни жизни и принимать все меры для установления причин, вызвавших эту
патологию;

2.
Руководители и ветеринарные специалисты клубов по разведению собак и кошек
обязаны учитывать эпизоотическое состояние хозяйств, в которых заготавливаются
корма животного происхождения для домашних плотоядных, а при необходимости
принимать меры для исследования их лабораторными методами.

3.
Недопустимо использование подозрительных по заболеванию животных для получения
потомства до выяснения диагноза. Самцов, при спаривании л с которыми у самок
наблюдаются аборты, мертворождения и рождение слабого нежизнеспособного
молодняка, для дальнейшего разведения не допускаются и должны подвергаться
лабораторным исследованиям на хламидиоз.

4.
При диагностике заболевания у мелких домашних животных (собак и кошек)
необходимо использовать сочетание серологических тестов и методов индикации
антигенов хламидий в тканях;

5.
Иммуноферментная тест-система для выявления хламидийных антител у собак и кошек
предложена для промышленного изготовления (Временное наставление по применению
иммуноферментной тест-системы для выявления хламидийных антител у собак и
кошек, утверждено ГУВ Кабмина РТ 18 марта 2002 г.) и может быть использована в
ветеринарной практике для подтверждении ранее установленного другими методами
диагноза на хламидиоз у спон

106
танно больных собак и кошек, серологическом скрининге поголовья мелких домашних
животных в отношении хламидиоза, а также оценке иммунитета у иммунизированных
животных;

6.
Для специфической профилактики заболевания рекомендуется прививать домашних
плотоядных специфическими биопрепаратами. Вакцина против хламидиоза плотоядных
животных (ВНИВИ) предложена для промышленного изготовления (Временное
наставление по применению вакцины против хламидиоза плотоядных животных
инактивированной эмульсионной, утверждено ГУВ Кабинета министров РТ 21 марта
2000 г.);

7.
Следует вести разъяснительную работу среди владельцев домашних плотоядных об
опасности данного заболевания для человека. Лица, ухаживающие за больными
животными, а также ветеринарные специалисты, оказывающие гинекологическую и
терапевтическую помощь, должны соблюдать меры личной профилактики.

Заканчивая
работу, выражаю благодарность ректорату Казанской академии ветеринарной
медицины им. Н.Э. Баумана и дирекции Республиканского Центра по профилактике и
борьбе со СПИДом (г. Казань) за предоставленную возможность выполнения и
оформления работы.

Приношу
искреннюю признательность и благодарность моему научному руководителю кандидату
биологических наук Валерию Валентиновичу ГЕРАСИМОВУ и научному консультанту
профессору Рустаму Хамитовичу РАВИЛОВУ за повседневное руководство и помощь при
работе над диссертационной темой.

Выражаю
сердечную благодарность сотрудникам отдела культивирования и идентификации
вирусов РЦГТБ СПИД, лаборатории контроля и индикации возбудителей вирусных и
хламидийных инфекций в объектах ветеринарного надзора ВНИВИ, кафедры патологии
мелких животных и оперативной хирургии и других подразделений КГАВМ, а также
руководству и специалистам ветеринарных клиник и лабораторий за чуткое
отношение и товарищескую помощь при выполнении экспериментальной части работы.

Заключение.

Известно,
что домашние плотоядные нередко подвержены инфекционным заболеваниям,
характеризующимся различными нарушениями течения беременности, рождением
слабого нежизнеспособного молодняка, поражением мочеполовой сферы у самцов,
конъюнктивитами и другими симптомами, этиология которых зачастую остается
невыясненной. Исходя из этого, особого внимания заслуживает проблема
установления природы, в т.ч. и хламидийной, этих патологий.

Среди
поголовья домашних плотоядных города Казани нами проведено эпизоотологическое
обследование с целью установления причин возникновения и закономерностей
распространения хламидийных инфекций. Были выявлены потенциальные источники и
совокупность факторов передачи возбудителей инфекции, а также контингент
восприимчивых животных.

При
разведочных серологических исследованиях собак и кошек установлена
серопозитивность в РСК соответственно 13,9 и 12,8% животных, из числа
подозрительных по заболеванию хламидиозом.

В
результате лабораторных исследований клинического материала от этих животных
методом люминесцентной микроскопии в 62,5% случаях в мазках-отпечатках РИФ было
выявлено специфическое внутриклеточное свечение хламидийного антигена.
Корреляция результатов РСК и РИФ составила 66,1%.

Разработана
иммуноферментная тест-система для выявления хламидийных антител в сыворотках
крови собак и кошек. Создан диагностический набор биопрепаратов.

Детальное
описание разработанной методики нашло отражение в нормативно-технических
документах: а) Временной инструкции по изготовлению и контролю
иммунофермент-ной тест-системы для выявления хламидийных антител у собак и
кошек; б) Технических условиях на иммуноферментную тест-систему для выявления
хламидийных антител у собак и кошек (ТУ 9388-001-00493623-02);

88
в) Временном наставлении по применению иммуноферментной тест-системы для
выявления хламидийных антител у собак и кошек (в порядке опыта).

Кроме
того, нами испытана возможность использования этого набора препаратов для
оценки поствакцинального иммунитета, а также серологического скрининга
поголовья мелких домашних животных (собак и кошек) в отношении хламидийных
инфекций.

Для
специфической профилактики хламидиозов плотоядных животных разработана
инактивированная эмульсионная вакцина. Изготовлена опытно-промышленная партия
биопрепарата, которая успешно прошла лабораторные и производственные испытания.
В производственных условиях вакцина использована для иммунизации собак и кошек,
содержащихся в домашних условиях. Временное наставление по применению вакцины
против хламидиоза плотоядных животных инактивированной эмульсионной, утверждено
ГУВ Кабинета министров РТ 21 марта 2000 г.

Внедрение
этих разработок в ветеринарную практику специалистами ветеринарных лечебниц
позволяет успешно бороться с хламидиозами домашних собак и кошек.

4.
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЙ

В
условиях загрязнения окружающей среды, повышения уровня фоновой радиации и
высокой степени урбанизации перед человечеством возникла проблема
иммунодефицита, который становится причиной снижения резистентности человека и
животных к возбудителям инфекционных болезней. В настоящее время регистрируется
целый ряд инфекционных болезней вирусной и бактериальной природы, которые в
последние 20-30 лет получили значительное распространение среди людей и
животных. Одним из таких заболеваний является хламидиоз.

Многие
вопросы диагностики, профилактики и ликвидации хламидиозов сельскохозяйственных
животных (крупного рогатого скота, овец, коз, свиней и лошадей) изучены
достаточно хорошо, результаты этих исследований широко используются в
ветеринарной практике. Однако в доступной литературе нами были найдены лишь
единичные сообщения об этиологической роли хламидий в патологии мелких домашних
животных (19, 52, 71, 72, 92, 135, 153, 182, 248).

Недостаточная
изученность данного вопроса; значительный экономический ущерб, причиняемый
инфекционными болезнями служебному собаководству и заводчикам собак и кошек;
моральный ущерб, причиняемый владельцам при заболевании домашних питомцев;
отсутствие или несовершенство методов диагностики, мер борьбы и профилактики
хламидиоза явились основанием для изучения данного заболевания у домашних
плотоядных.

В
целях установления этиологической роли хламидий в патологии беременности самок,
поражения мочеполовой сферы у самцов, в проявлениях кера-токонъюнктивитов,
поражении центральной нервной системы и др., а также гибели молодняка в первые
дни после рождения, нами среди поголовья домашних собак и кошек в городе
Казани, были проведены эпизоотологические, клинические, серологические,
патологоанатомические исследования; а также совершенствование методов
диагностики и специфической профилактики хламидиозов.

При
анализе эпизоотической ситуации учитывали условия содержания и кормления
животных, результаты щенения самок и сохранности щенков, результаты экспертиз
ветеринарных лабораторий, другие показатели и материалы. Проводились
разведочные серологические исследования сывороток крови подозрительных по
заболеванию хламидиозом мелких домашних животных.

В
результате проведенной работы установлено, что причиной широкого
распространения хламидиозов среди домашних плотоядных (собак и кошек)
оказались: отсутствие эффективных средств диагностики, профилактики и борьбы с
данной инфекцией; недостаточное информирование владельцев о возможности
заболевания их питомцев хламидийными инфекциями; нарушение правил содержании и
спаривании мелких домашних животных; бесконтрольное использование для их
кормления продуктов убоя сельскохозяйственных животных и другие факторы.

По
данным, полученным из разных источников, от 5 до 20% домашних плотоядных,
владельцы которых обращаются к ветеринарным специалистам, имеют клинические
признаки, характерные для хламидийных инфекций, и этиология их остается не
выясненной. По нашему мнению и по мнению ряда авторов (71, 72, 74, 182),
хламидии могут играть значительную этиологическую роль при различной патологии
у домашних собак и кошек.

Лабораторная
диагностика хламидиоза представлена вполне тривиальным набором методов.

Цитологический
метод, основанный на визуальном исследовании прокрашенного мазка под большим
увеличением светового микроскопа (х900-1500), являясь одним из наиболее старых,
тем не менее, до сих пор не утратил своего значения. Достоинством
цитологических методов является дешевизна и возможность одновременного
выявления других инфекций; недостатком – низкая чувствительность (по разным
оценкам 10-40%). Поэтому упомянутые методы используются в ветеринарной
практике, в основном, как дополнительные или мониторинговые.

Культуральный
метод основан на способности хламидий к размножению на перевиваемых линиях
клеток млекопитающих или клеток желточных мешочков куриных эмбрионов.
Культуральный метод считается “золотым стандартом” с условной
чувствительностью – 100% (в действительности – не более 80%). Чувствительность
остальных методов принято выражать в процентах по отношению к культуральному
методу. К недостаткам метода следует отнести его трудоемкость и длительность, а
в случае с мелкими домашними животными также отсутствие специальных культур
клеток.

Для
совершенствования диагностики хламидиоза в последние годы предложены
иммуноферментные и иммунофлюоресцентные методы выявления антигена в клиническом
материале. Первый из них не получил широкого распространения в ветеринарной
практике из-за высокого процента ложноположи-тельных и ложноотрицательных
результатов исследования. Второй в настоящее время является одним из наиболее
перспективных экспресс методов диагностики заболевания. Несмотря на высокую
чувствительность и специфичность, метод иммунофлуоресценции не достаточно
широко используется в ветеринарных лабораториях при диагностике хламидиозов.
Это было, главным образом, связано с отсутствием специальных диагностических
наборов, оборудования и специалистов, а также дискредитацией метода
некомпетентными лицами, использующими при исследованиях флуоресцирующие
антитела с низкими показателями красящего титра и неадекватно оценивающими
результаты исследований.

Следует
отметить, что медицинские специалисты сравнительно давно, широко и с успехом
используют РИФ для ранней диагностики хламидийных инфекций человека (119).

Недостатками
указанных методов является, необходимость специального оборудования и
реактивов, а также высокой квалификации исследователей.

Использование
серологических методов для выявления хламидийных антител при диагностике
хламидиоза у человека и животных не позволяет с достаточной степенью
уверенности говорить о наличии или отсутствие данного заболевания, т.к. эти
тесты не позволяют отличить наличие инфекции в настоящее время, перенесенное
заболевание и вакцинный иммунитет. Кроме того, специфика паразитирования
хламидий в организме хозяина обуславливает не всегда адекватную заболеванию
ответную иммунную реакцию зараженного организма. В связи с этим, в настоящее
время в медицинской практике имму-ноферментный метод выявления хламидийных
антител используют главным образом для подтверждения диагноза установленного
другими методами (119).

Общепринятым
тестом для ретроспективной диагностики хламидиозов, применяемым во всех странах
мира, является реакция связывания комплемента (81, 128, 130, 140 ,235, 236, 284
и другие). У нас в стране разработаны “Методические указания по
лабораторной диагностике хламидийных инфекций у животных”, утвержденных
Департаментом ветеринарии Минсельхозпрода РФ 30 июня 1999 г., где также
рекомендуется применять РСК в качестве серологического метода диагностики и при
этом связывание комплемента сывороткой крови в разведении 1:5 считают
сомнительной реакцией, а в разведении 1:10 и более принято в качестве
диагностического титра.

Для
постановки реакции в нашей работе мы использовали групповидос-пецифический
антиген, изготовленный по методу Боровика Р.В. с соавт. (9) в условиях
лаборатории вирусологии ВНИВИ, согласно “Временных инструкций по
изготовлению, контролю набора антигенов и сывороток для серологической
диагностики хламидиозов сельскохозяйственных животных и набора флуоресцирующих
иммуноглобулинов и контрольных сывороток для диагностики хламидиозов сельскохозяйственных
животных”, утвержденных ГУВ Госагропро-ма СССР 30 ноября 1987 года.

При
исследовании в РСК 287 сывороток, полученных от подозрительных по заболеванию
хламидиозом домашних плотоядных в диагностических титрах реагировали 38 (13,2%)
животных из числа исследованных, число реагирующих колебалось в пределах
4,4-19,0% по разным группам. Эти данные подтверждают результаты исследования
сывороток крови сельскохозяйственных животных (22, 130), пушных зверей и
домашних плотоядных (53, 71, 92, 87, 88).

От
подозрительных по заболеванию хламидиозом собак и кошек получали клинический
материал. В РИФ было исследовано 48 проб, из них 20 были взяты у собак и 28 у
кошек. В 30 (62,5%) случаях методом люминесцентной микроскопии в
мазках-отпечатках было выявлено специфическое внутриклеточное свечение
хламидийного антигена (12 у собак и 18 у кошек). В РИФ возбудитель чаще всего
обнаруживался в мазках-отпечатках с конъюнктивы и со-скобах с уретры.

Обобщенные
результаты исследования подозрительных по хламидиозу домашних плотоядных
животных (собак и кошек) в РСК и РИФ показали, что эти методы дополняют друг
друга при индикации заболевания у мелких домашних животных. Об этом говорит
высокое значение суммы показателей “РСК-/ РИФ+”, “РСК±/
РИФ-” и “РСК+/ РИФ-“, которая составляет 33,3%. Иными словами в
эту группу входят животные, у которых хламидиоз установлен одним из тестов (РСК
или РИФ), причем в первом случае мы обнаруживаем антитела, а во втором антиген.
Таким образом, используя комбинацию двух разных методов диагностики, нам
удается выявить большее число реагирующих животных. Сочетания ретроспективных
тестов и методов индикации антигена в тканях широко используется в гуманитарной
медицине (119).

Следует
также отметить, что для кошек сумма вышеуказанных показателей почти в два раза
выше (39,3%), чем для собак (20,0%). Это, скорее всего, связано с тем, что у
первых заболевание чаще проявляется конъюнктивитами, при которых циркулирующие
в крови антитела образуются в небольшом количестве (общепринятые методы
серологической диагностики их не обнаруживают), в тоже время генитальная форма
хламидиоза у кошек, хотя и сопровождается образованием антител в
диагностических титрах, не всегда протекает типично, поэтому хламидийный
антиген при патологиях органов размножения малодоступен для индикации
люминесцентным методом.

Учитывая
высокую чувствительность, специфичность и экспрессность иммунопероксидазных
методов по сравнению с РСК при выявлении антител в сыворотках крови, нами была
проделана работа по разработке иммуноферментной тест-системы для
ретроспективной диагностики хламидиоза у мелких домашних животных (собак и
кошек). К началу наших исследований в доступной литературе имелись сведения об
использовании подобных тест-систем для выявления хламидийных антител у человека
и животных (15, 33, 65, 68, 103, 105, 121, 128, 129, 264, 265, 279 и другие).

Нами
были испытаны различные способы получения антигенов для модельных опытов и
разные варианты выполнения ИФА. При выполнении твердофазного варианта ИФА
важным моментом, предшествующим самой реакции, является подготовка антигена.
Именно его качеством определяется чувствительность и специфичность конкретной
тест-системы, поэтому для сравнения в ИФА нами были получены и испытаны
лизатные антигены хламидий штамма “Ростиново-70”. В качестве детергентов
мы использовали: 0,1%-ный раствор додецилсульфата натрия, 1%-ный раствор
дезоксихолата натрия, 1%-ный раствор твина-80, 1%-ный раствор тритона-ХЮО,
также нами была разработана оригинальная схема очистки и концентрации
лизированных антигенов хламидий.

Наиболее
специфичным оказался антиген, полученный из фракции собранной в 35%-ной
сахарозе ступенчатого градиента, которая подвергалась обработке 1%-ным
дезоксихолатом натрия. Коэффициент его специфичности в ИФА при концентрации 6
мкг/мл составлял для сывороток кошек 10,6, собак -11,8.

Полученный
антиген не реагировал с гетерологичными сыворотками, содержащими антитела
против микоплазам и вирусов чумы плотоядных.

Хламидийные
сыворотки получали на клинически здоровых серонега-тивных беспородных собаках и
кошках. В качестве антигена для иммунизации мы использовали смесь хламидий
штаммов “КС-93” и “КК-99”. Интервалы между введениями
антигенов составляли 14-15 дней. Все полученные иммунные хламидийные сыворотки
сводили в серию с таким расчетом, чтобы специфическая активность приготовленной
серии сыворотки была в РСК не ниже, чем 1:40. Контрольные (отрицательные)
сыворотки получали от серонегативных интактных собак и кошек. Их обработку
проводили аналогично схеме получения положительных сывороток. Контрольные
(отрицательные) сыворотки также объединяли в одну серию.

В
качестве конъюгата мы использовали белок А, меченный пероксидазой хрена (НПО
“Пептоскрин-2”, г. Электросталь). Титр конъюгата определяли путем
“шахматного” титрования специфического антигена и положительных
хламидийных сывороток.

Кроме
того, нами был подобран регламента постановки реакции. При этом мы учитывали,
что иммуноферментная тест-система относится к экспрессным методам диагностики,
т.е. экспозиция реагентов должна быть наименьшей. Кроме того, чрезмерное
увеличение времени инкубации планшете с реагентами в термостате часто приводит
к снижению коэффициента специфичности тест-системы. В тоже время мы учитывали,
что короткая экспозиция приводит к появлению ложноотрицательных результатов.
Оптимальным временем экспозиции сывороток оказалась инкубация планшета в
термостате в течение 60 минут, конъюгата – 40 минут. Полученные нами результаты
согласуются с данными полученными исследователями, которые также разрабатывали
иммуноферментные тест-системы для выявления специфических антител (6, 7).

В
результате исследований нами разработан набор для диагностики хламидиоза собак
и кошек в ИФА путем выявления антител, включающий: сорбированный специфическим
хламидийным антигеном планшет для иммунологических реакций; положительные и
отрицательные контрольные образцы сывороток крови собак и кошек; конъюгат;
концентрат фосфатно-солевого раствора с твином; цитратный буферный раствор с
перекисью водорода; хромоген и стоп-реагент.

ИФА
с использованием этой тест-системы выполняется по непрямому методу:

–
планшет или необходимое количество стрипов разборного планшета один раз
промывают раствором ФСР-Т;

–
контрольные и исследуемые образцы разводят в растворе ФСР-Т 1:100 и вносят по
100 мкл в лунку (контрольные образцы вносят каждый в 2 лунки);

–
в одну лунку не вносят ни контрольные, ни исследуемые сыворотки (контроль
конъюгата);

–
планшет или стрипы разборного планшета помещают во влажную камеру и инкубируют
60 минут при 37°С;

–
лунки 4 раза промывают раствором ФСР-Т, остатки содержимого лунок удаляют
легким постукиванием по 4-5 слоям фильтровальной бумаги;

–
в каждую лунку планшета или стрипа разборного планшета вносят по 100 .> мкл
рабочего раствора конъюгата, после чего планшет или стрипы помещают во влажную камеру
и инкубируют 40 минут при температуре 37°С;

–
лунки 5 раз промывают раствором ФСР-Т, остатки содержимого лунок удаляют легким
постукиванием по 4-5 слоям фильтровальной бумаги;

–
в каждую лунку планшета или стрипа вносят по 100 мкл субстратного раствора и
инкубируют при комнатной температуре в темном месте в течение 10-15 минут;

–
реакцию останавливают добавлением в лунки по 50 мкл стоп-реагента и проводят
учет результатов ИФА.

Результаты
ИФА мы регистрировали с помощью спектрофотометра Mul-tiskan, измеряя оптическую
плотность (ОП) смеси реагентов в лунках при длине волны 492 нм. «0» (бланк)
устанавливали по воздуху. Результат подлежал учету, если среднее значение ОП
отрицательных контрблей (ОП ср. К-) не превышало 0,2 оптические единицы (о.е.),
а среднее значение ОП положительных контролей (ОП ср. К+) составляло не менее
0,8 о.е. Положительными считали образцы исследуемых сывороток, ОП которых
превышала критическое значение ОП (ОП крит.), которое рассчитывали по формуле:
ОП крит.= ОП ср. К- + 0,2.

Сконструированная
нами тест-система имеет достаточно высокий коэффициент специфичности (6,5-7,5),
что позволяет регистрировать результаты анализа не только инструментально, но и
визуально по интенсивности окрашивания цветной реакции ферментзависимой метки с
субстратом. Положительными считали образцы, интенсивность окрашивания которых в
лунках с исследуемой сывороткой отчетливо отличалась от таковой в отрицательном
контроле. Интенсивность окрашивания положительного контроля при этом должна
была быть достаточно выраженной.

При
определении критериев оценки результатов исследования сывороток крови
подозрительных по заболеванию хламидиозом домашних плотоядных о,
иммунопероксидазным методом мы учитывали обобщенные данные собственных
исследований, а также анализировали сообщения по данному вопросу в доступной
литературе. Нашими предыдущими (87) и настоящими исследованиями установлено,
что для экспериментально и спонтанно зараженных хла-мидиями собак и кошек
диагностическим титром является разведение сыворотки 1:100. Такой критерий
оценки позволяет в наибольшей степени избежать получения как лоноположительных,
так и ложноотрицательные результатов ИФА. Многие исследователи также указывают,
что ИФА на порядок более чувствителен, чем РСК (1, 36, 126, 127, 128, 130, 203,
270). Исходя из этих данных, диагностический титр иммунопероксидазного метода
при индикации хламидийных антител должен составлять 1:100, т.к. в РСК
положительным принят титр сыворотки 1:10.

В
ИФА нами были исследованы 287 проб сывороток крови мелких домашних животных, из
них 91 проба (31,7%) реагировала в диагностических титрах (1:100 и выше).

Сравнительное
изучении эффективности использования РСК и ИФА для ретроспективной диагностики
хламидиоза у собак и кошек показало, что совпадение результатов двух тестов отмечается
в 80,1% случаев. Значение показателя “РСК отрицательно / ИФА
положительно”, равное 19,2% (при исследовании сывороток собак – 17,6%,
кошек – 20,1%), говорит о более высокой чувствительности последней. При этом в
ИФА отдельные полевые сыворотки реагировали в титре 1:1600, что говорит о
высокой чувствительности теста при диагностике хламидиоза у собак и кошек.
Представленные данные находятся в соответствии с результатами других
исследователей (65, 229, 543, 569 и другие), которые также отмечали высокую
чувствительность, специфичность и воспроизводимость ИФА, а также целый ряд
преимуществ метода перед РСК (3, 130, 203, 270, 279 и другие).

Таким
образом, нашими исследованиями установлена возможность применения реакции
связывания комплемента и иммуноферментного анализа для ретроспективной
серологической диагностики хламидиозов у домашних собак и кошек. При этом
установлено, что использование в качестве диагностического теста ИФА более
эффективно.

Разработанный
и испытанный нами набор препаратов для выявления хламидийных антител в ИФА
обеспечивал индикацию и идентификацию заболевания у спонтанно инфицированных
домашних плотоядных. Кроме того, мы предлагаем использовать этот метод для
оценки эффективности иммунитета при вакцинации против хламидиоза и серологического
скрининга поголовья мелких домашних животных (собак и кошек).

В
настоящее время не возможно представить борьбу с хламидийными инфекциями
животных без применения иммуногенных препаратов. Получением вакцин активно
занималась целая группа исследователей (47, 96, 109, 110, 111, 112, 117, 131,
152, 215,216, 223, 225, 239 и многие другие).

В
нашей стране созданы и внедрены в ветеринарную практику вакцины против
хламидиозов крупного и мелкого рогатого скота, свиней. В последние годы
разработаны вакцины против хламидиозов пушных зверей, собак и кошек, однако их
качество не всегда удовлетворяет требованиям ветеринарных специалистов.

Нами
была проделана работа по разработке биопрепарата для профилактики хламидиоза
плотоядных животных. Для этого была использована технология получения
инактивированной эмульсионной вакцины, разработанная Хамадеевым Р.Х. с соавт.
(ТУ 10-07-253-91).

Были
подобраны: иммуногенные штаммы хламидий, выделенные от пушных зверей, собак и
кошек; режимы их инактивации; эмульгаторы, дающие удобную для применения
препарата консистенцию и не обладающие повышенной реактогенностью в организме.
Проведены лабораторные и производственные испытания вакцины против хламидийных
инфекций плотоядных животных.

Учитывая
достаточную иммуногенность штаммов хламидий “БЛ-84”,
“ПП-87”, “КС-93” и “КК-99” (соответственно
возбудителей хламидиозов лисиц, песцов, собак и кошек), они были использованы
при изготовлении вакцинного препарата.

По
методу, описанному Хамадеевым Р.Х. с соавт. (108) получена биомасса вышеуказанных
штаммов. Разработана схема очистки и концентрации элементарных телец хламидий
путем дифференциального и на градиенте сахарозы центрифугирования. Получены
гомогенная и инактивированная взвесь хламидий с высоким содержанием
специфического антигена, пригодная для приготовления препарата.

На
основе двух эмульгаторов: легкого минерального “вакцинного” масла,
изготовленного на Ангарском нефтехимическом заводе (43% в конечном продукте) и
безводного ланолина (7% в конечном продукте) получена вакцина, которая имела
стабильную при длительном хранении сметанообразную консистенцию и при
температуре 30-37°С легко набиралась в шприц и вводилась животным подкожно и
внутримышечно. Применение указанного масляного адъ-юванта повышает
иммуногенность вакцин против хламидиоза (109).

В
условиях лаборатории было установлено, что полученная вакцина безвредна и
стерильна; при подкожном и внутримышечном введении обеспечивает у 100% морских
свинок формирование иммунитета.

При
вакцинации белых мышей препарат защищал от внутрибрюшинного заражения штаммом
“250” 83,3-86,7% лабораторных животных. Иммунизированных белых мышей
заражали штаммом “250”, т.к. его летальность для белых мышей при
внутрибрюшинной контаминации составляет 100%, что облегчает учет иммуногенных
свойств вакцинного препарата. Использование морских свинок и белых мышей для
оценки соответственно антигенных свойств и им-муногенности противохламидийных
биопрепаратов предлагали и другие исследователи (109, 206, 215).

Кроме
того, антигенность вакцины против хламидиоза плотоядных животных изучалась в
условиях лаборатории на собаках и кошках путем анализа сероконверсии у
подопытных животных через 2 и 4 недели после введения биопрепарата. Было
установлено, что однократная вакцинация вызывает у домашних плотоядных
накопление в сыворотках крови хламидийных антител, выявляемых в РСК и ИФА.
Через 4 недели после инъекции титры антител в РСК и ИФА составили при
внутримышечном введении 1:10-1:80 и 1:1001:1600 соответственно у 100% животных.
В этом плане наши результаты согласуются с данными других исследователей (3,
178). Аналогичная картина наблюдалась при изучении сероконверсии после
вакцинации против лептоспироза (4).

Для
оценки иммуногенности вакцинных препаратов, в том числе и против хламидиоза,
наравне с серологическими методами и экспериментальным заражением, используют и
гистологические исследования иммунокомпетент-ных органов привитых животных.

Проведенные
исследования свидетельствовали, что микроморфологические изменения в органах
животных разных видов не имели резких отличий.

При
микроскопических исследованиях гистологических срезов, приготовленных из
органов морских свинок, собак и кошек, иммунизированных инактивированной
эмульсионной вакциной против хламидиоза плотоядных животных (ВНИВИ), были
обнаружены потоморфологические изменения, которые свидетельствували, что данный
биопрепарат оказывает достаточно выраженное иммунологическое действие на
организм, что подтверждается выраженными лимфоидно-гиперпластическими
процессами в иммунокомпетентных органах.

Кроме
того, мы отмечаем, что вакцина обладает и умеренными реакто-генными свойствами,
которые вполне допустимы и не приводят к развитию необратимых процессов в
органах и тканях иммунизированных животных.

С
целью сравнительного изучения эффективности отечественных биопрепаратов против
хламидиоза кошек и собак в условиях лаборатории нами была проведена иммунизация
котят 3-4 месячного возраста и щенят 2,5-4 месячного отечественных
противохламидийными биопрепаратами для мелких домашних животных: ассоцированной
вакциной “Мультифел-4” против пан-лейкопении, калицивироза,
гервесвироза и хламидиоза кошек (НПО “Нарвак”), вакциной против
хламидиоза пушных зверей, собак и кошек “Хламикон” (ЗАО
“Ветзвероцентр”) и вакциной против хламидиоза плотоядных животных (ВНИВИ).

Нами
установлено, что титры хламидийных антител у подопытных котят после введения
вакцины против хламидиоза плотоядных животных (ВНИВИ) были несколько выше, чем
после применения “Мультифел-4”, однако эти показатели отличались
недостоверно (Р>0,1). У групп котят и щенков, вакцинированных вакциной
“Хламикон” уровень специфических антител был достоверно

102
ниже такового после иммунизации вакциной против хламидиоза плотоядных животных
(ВНИВИ).

При
испытании опытной серии вакцины в условиях ветеринарной клиники мы провели
иммунизацию собак и кошек, содержащихся в домашних условиях. Было вакцинировано
24 собаки и 32 кошки. Препарат вводили однократно внутримышечно в дозе 0,5 мл с
массой тела до 10 кг и однократно внутримышечно в дозе 1 мл с массой тела свыше
10 кг. Исследование сывороток крови иммунизированных животных спустя 30 дней
после вакцинации показало высокую иммуногенность биопрепарата.

В
заключение следует подчеркнуть, что проведенные нами исследования позволили:
установить распространение хламидийных инфекций среди домашних плотоядных
животных; усовершенствовать средства и методы диагностики хламидиоза у собак и
кошек; разработать вакцину для профилактики заболевания у плотоядных животных и
доказать её эффективность.

Автор: Шамсутдинова, Нажия Вагизовна

Полный текст статьи можно увидеть здесь.

4.1 Пироплазмоз

С наступлением
весны и до поздней осени всех владельцев объединяет общая головная боль: «Как
не пропустить симптомы пироплазмоза у собак?». Отвернулся от вкусняшки, долго
спит, не хочет гулять, много пьет – паника! Сколько сил и нервов уходит на то,
чтобы ни один мерзкий клещ не заполз в шерсть питомца, и все равно очереди в
клиниках нескончаемы: капельницы, долгое восстановление, а порой и гибель.

Под микроскопом

Бабезия –
микроскопический клеточный паразит, распространенный по всему миру. Существует
множество видов и подвидов бабезий, вызывающих заболевание у млекопитающих. Так
как осложнения после пироплазмоза у собак крайне тяжелые, важно приложить все
усилия, чтобы не допустить развития недуга. А для этого необходимо бороться с
клещами – переносчиками пироплазм (бабезий). Гадкие клещи, кстати, нисколько от
пироплазм не страдают. И даже передают паразитов своему потомству, а значит,
чтобы стать переносчиком, клещу не обязательно кусать больную собаку. Бабезий
обнаруживают в желудке, кишечнике, яичниках, но главное – в слюнных железах и
слюне клещей. В процессе питания клещ внедряется все глубже в кожу, высасывает
кровь и впрыскивает ее обратно в ранку, а затем вновь всасывает. Кровь
смешивается со слюной – бабезии получают возможность проникнуть в организм
собаки. Первые признаки пироплазмоза у собак появляются, когда количество
паразитов достигает определенного уровня, то есть инкубационный период сильно
варьируется. Если это молодой здоровый пес, а со слюной в его организм попадает
малое количество бабезий, болезнь проявит себя спустя несколько недель, если
питомца атаковали множество зараженных клещей и/или здоровье питомца ослаблено,
симптомы пироплазмоза у собак проявляются уже через два-три дня после укуса.
Итак, бабезии попали в кровоток. Свободно перемещаясь, они «встречают» на своем
пути эритроциты, проникают внутрь, питаются их содержимым (гемоглобином) и
размножаются внутри клетки путем деления. Когда эритроцит полностью опустошен,
бабезии прорывают оболочку клетки, выходят в кровоток и находят новую жертву –
свободный от паразитов эритроцит. Группа клеток-пожирателей (макрофаги)
немедленно реагируют на вторжение, захватывают пораженные эритроциты и
уничтожают их (фагоцитоз). Но бабезии в процессе не гибнут, а подобно
рыбам-прилипалам путешествуют по организму «верхом» на макрофагах, что
способствует еще более скорому развитию недуга.

Чем же так опасен
пироплазмоз?

 Процессы
внедрения бабезий в клетку, питания, деления и поиска нового эритроцита
происходят довольно быстро, и по всему организму. Эритроциты гибнут массово,
макрофаги не успевают уничтожить все пораженные клетки разом. Если вспомнить школьный
курс анатомии, последствия пироплазмоза у собак приобретают пугающие масштабы:
эритроциты доставляют кислород в ткани и «забирают» из тканей диоксид углерода,
то есть отвечают за «клеточное дыхание». Мало эритроцитов – мало кислорода,
клетки буквально задыхаются; погибшие эритроциты должны быть выведены из
организма, иначе наступит гибель от интоксикации. В процесс вовлечены почки,
печень, селезенка, которым приходится работать «сверхурочно»; группы погибших
эритроцитов образуют тромбы, закупоривающие почечные канальца. Как результат –
почечная недостаточность. Кроме того, острый и хронический пироплазмоз у собак
– это постоянная нагрузка на дыхательную и сердечнососудистую системы: из-за
снижения количества эритроцитов сердце и легкие работают на износ, стараясь
компенсировать недостаток кислорода и устранить переизбыток углекислого газа в
клетках тканей.

Симптомы
пироплазмоза 

Так как лечить
пироплазмоз у собак тем легче, чем раньше владелец заметит признаки недуга, в
период с весны и до поздней осени нужно уделять питомцу особое внимание. Если
активный еще вчера пес «ни с того, ни с сего» отказывается играть, много пьет,
плохо кушает, выглядит вялым и «ничего ему не интересно» — бегом в клинику.
Возможно, любимец занемог от жары или просто решил отдохнуть от суеты, но в
случае с пироплазмозом время играет огромную роль! К сожалению, даже самые
заботливые владельцы редко замечают болезнь на ранней стадии. Чаще озарение
наступает, когда питомец метит столб пугающе красной, коричневатой или черной
мочой. Если владелец не выработал полезную привычку всегда осматривать мочу
питомца (т.е. спохватился позднее, чем мог бы), острый пироплазмоз у собак
проявляет следующие признаки: желтушность или бледность слизистых; полный отказ
от корма, сильнейшая жажда; резкий рост температуры; полна апатия; одышка;
понос и/или рвота, иногда с примесью крови. Симптомы могут варьироваться по
степени тяжести или полностью отсутствовать долгое время. Пироплазмоз –
коварный недуг, способный убить молодого активного питомца за пару суток! С
каждым часом все больше клеток гибнет, быстро нарастает интоксикация, организм
слабеет. Чтобы восстановление собаки после пироплазмоза не затянулось на годы,
необходимо обращаться к ветеринару при малейших подозрениях! Без лечения гибнут
более 90% питомцев, и около половины собак погибают от последствий
интоксикации, если недуг диагностирован на поздних стадиях. Помимо острого,
существует и хронический пироплазмоз у собак – редкая форма заболевания, при
которой бабезии настолько малоактивны, что питомец чувствует себя абсолютно
нормально. Однако в период стресса паразиты могут активизироваться, что
приведет к появлению типичных симптомов.

Диагностика и
лечение пироплазмоза

 Заподозрив
неладное, нужно как можно скорее сдать кровь для исследований. Бабезий обнаруживают не всегда, особенно
если паразиты не успели размножиться, поэтому желательно сдать две пробы крови,
взятые из разных мест (ветеринар, скорее всего, сделает большие глаза, но
настаивайте на своем). Срочный анализ на пироплазмоз у собак будет готов уже
через час-полтора, обычный – только на следующий день. В связи со спецификой
болезни крайне желательно оплатить экспресс-анализ (полноценный лабораторный, а
не тот экспресс-тест за 20 мин, который бывает отрицательным даже при явных
клинических симптомах). Если диагноз подтвердился, ветеринар решит, как лечить
пироплазмоз у собаки, исходя из тяжести симптомов и результатов последующих
анализов (общий и биохимия крови, количество паразитов в крови). Избегайте
врачей, предлагающих стандартные схемы! Хватайте собаку и везите ее в лучшую
доступную клинику, так как при лечении этого недуга крайне важен индивидуальный
подход. Главная задача – справиться с последствиями пироплазмоза у собак и
последствиями применения препаратов, убивающих бабезий. После введения тяжелых
ядов, уничтожающих паразитов (пиростоп, беренил, имидосан и др.), питомцу
становится хуже – кровь буквально отравлена мертвыми разлагающимися бабезиями и
мертвыми клетками, страдают почки и печень, сердечнососудистая система,
иммунитет работает на пике возможностей. Чтобы помочь организму справиться с
интоксикацией, назначают поддерживающую терапию: гепатопротекторы (обязательно
на растительной основе), витамины, гамавит, солевые растворы, сердечные
препараты и т.д. Во многом от ее эффективности зависит, насколько сложным будет
восстановление собаки после пироплазмоза. Конечно, немаловажно, на какой стадии
обнаружен недуг и каково общее состояние питомца. Важно помнить, что при
пироплазмозе страдают почки и печень, а потому необходимо разработать
специальное меню. Как правило, из рациона убирают сырые фрукты и овощи, снижают
количество жиров и белков, вводят в меню кисломолочные продукты (без
фанатизма). Чтобы сократить период восстановления собаки после пироплазмоза,
необходимо проверить сердечко, почки, печень, дыхательную и иммунную системы.
Биохимию крови и мочи сдают раз в две-три недели, чтобы следить за динамикой.
По результатам анализов врач отменяет или добавляет тот или иной препарат для
поддержания функции того или иного органа. Опять же, никаких схем быть не
может, только индивидуальный подход. К сожалению, даже при своевременном
обращении к ветеринару, качественном лечении и вдумчивом подходе к терапии, не
исключены осложнения после пироплазмоза у собак: почечная и печеночная
недостаточность; ишемическое поражение мозга; сердечная и легочная
недостаточность; иммунная недостаточность; панкреатит. Чтобы снизить тяжесть
последствий, ветеринары применяют плазмаферез: кровь «перегоняют» через
специальный фильтр, на мембране которого оседают мертвые эритроциты и бабезии.
При этом печень и почки остаются почти «чистыми», и меньше страдают в период
интоксикации и выведения из организма токсинов. Но эта процедура доступна не во
всех клиниках.

Профилактика
пироплазмоза

 К радости
владельцев, недавно появилась прививка от пироплазмоза для собак, которая вроде
как должна была стать настоящим спасением: пару инъекций, и о страшном недуге
можно забыть. Однако ожидания не оправдались: вакцина не защищает от
пироплазмоза вообще, лишь снижая тяжесть течения недуга. Если вдуматься, ничего
удивительного, ведь бабезии – это не вирус, а паразит. О каком иммунитете может
идти речь? После вакцинации организм питомца никак не защищен, но на полгода в
крови образуется среда, неподходящая для активного размножения бабезий. Поэтому
вакцина от пироплазмоза для собак – это и не вакцина по сути, а лишь попытка
снизить количество смертельных случаев. Однако и это не удалось: привитые
собаки заболевают, но симптомы размыты и неспецифичны, что осложняет
диагностику. Кроме того, препарат токсичен и оказывает губительное действие на
ткани печени и почек..

Поэтому лучшей
профилактикой пироплазмоза у собак по-прежнему остается борьба с клещами.
Спрей, ошейники, капли – на усмотрение владельца. Главное, чтобы с момента
первых оттепелей и до момента, когда установится минусовая температура, питомец
был защищен от укусов клещей. После прогулки на природе обязательно
осматривайте собаку. Живя в частном секторе, нелишней будет противопаразитарная
обработка придомовой территории, но доверить ее лучше специалисту.

4.2 Откуда берётся тяга к
кошкам и сырому мясу

Токсоплазмозом болеет от 10 до 90 процентов населения (в зависимости
от страны). Токсоплазмоз вызывается одноклеточным паразитом, который у человека
живет внутри клеток головного мозга и выделяет вещества, влияющие на его
поведение. Чувствуете смелость и браваду, чрезмерную искренность и открытость?
Это повод заподозрить у себя токсоплазмоз. Хотя морские биологи исследуют
преимущественно обитателей океана, которым были посвящены предыдущие выпуски
блога, другие беспозвоночные животные, в том числе и патогенные, входят в число
объектов, с которыми знакомят студентов на занятиях кафедры зоологии
беспозвоночных биофака МГУ.
Toxoplasma gondii — возбудитель токсоплазмоза — проходит
чрезвычайно сложный жизненный цикл, на одной из стадий которого селится в мозге
и мышцах некоторых млекопитающих. Заразиться ею может, в том числе, и человек.
Окончательным хозяином (то есть тем животным, в котором у паразита происходит
половой процесс) является кошка или любой другой представитель семейства
кошачьих.

У кошек
токсоплазма живет в клетках кишечника. Здесь формируются ооцисты, которые
выводятся с фекалиями в окружающую среду. Под оболочкой ооцисты зигота начинает
делиться, и ооциста трансформирует в спороцисту, содержащую несколько клеток
паразита, способных к заражению промежуточного хозяина. В самом простом случае
жизненный цикл токсоплазмы включает только одного промежуточного хозяина —
мышь.

Мышь заражается
случайно, проглотив с пищей спороцисту, содержащую клетки паразита. Внутри мыши
паразит выходит из-под оболочки спороцисты, проникает с кровью в ткани и органы
и начинает множественно делиться, формируя так называемые тканевые цисты, из
которых развиваются отдельные мелкие клетки тахизоиты. Тахизоиты, покидают
клетки внутренних органов хозяина и проникают в соседние клетки, вызывая
множественное инфицирование органов. У животных, иммунная система которых не
угнетена, заболевание вскоре переходит в хроническую фазу, а из тканевых цист
начинают формироваться не тахизоиты, а брадизоиты.

Брадизоты
поддерживают инфекцию в хронической стадии. Примечательны брадизоиты тем, что
проникая в ткани и органы, а они тяготеют, в основном к нервным и мышечным клеткам
хозяина, брадизоиты дают начало так называемым покоящимся псеводоцистам.
Псевдоциста – это крупный внутриклеточный «плазмодий», обитающий в мышечной или
нервной клетке, в том числе в клетках коры головного мозга и в сердечной мышце.
Псевдоцисты покрыты оболочкой, через которую не проникают никакие иммунные
агенты хозяина. Но вещества, продуцируемые паразитом, через эту оболочку
проходить могут.

Именно эти
вещества попадают в кровь мыши и особенным образом действуют на нее, моделируя
ее поведение. Под воздействием этих веществ мышь становится очень храброй и
вместо того, чтобы избегать запаха кошки, наоборот, активно ищет его и находит
саму кошку. Кошка съедает такую смелую мышь, из цист выходят клетки паразита,
которые внедряются в клетки кишечника кошки. Так жизненный цикл паразита
замыкается. Человек же может заменять мышь в жизненном цикле токсоплазмы, то
есть выполняет роль ее промежуточного хозяина.

Заразиться
токсоплазмой можно напрямую от кошек, убирая кошачий туалет или погладив
зараженную кошку, на шерсти которой могут находиться спороцисты. Если после
контакта с питомцем не помыть руки, то риск проглотить цисту и инфицироваться
становится велик. В зараженном человеке клетки токсоплазмы ведут себя так же,
как и в мыши, и влияют так же, как и на мышь: человек становится излишне
смелым, у него наблюдаются повышенная тяга к риску, более медленные реакции,
чувство ненадежности и тревоги, сомнения в себе, невротизм.

Считается, что
псевдоцисты сохраняются в мозге человека всю его жизнь и постоянно влияют на
его поведение. Именно зараженные токсоплазмой люди чаще попадают в аварии как в
качестве пешеходов, которые, не чувствуя опасности, перебегают дорогу на
красный свет, так и в качестве водителей.

Заразиться
токсоплазмой могут не только люди, держащие в доме кошек. Токсоплазма — паразит
для всех. Проглотить спороцисту можно случайно, вместе с плохо вымытыми
овощами, грязной водой и даже с сырым и плохо прожаренным (проваренным) мясом.
Дело в том, что круг промежуточных хозяев токсоплазмы очень широк — в него
входят не только многочисленные грызуны и человек, но и различные домашние
птицы и скот: коровы, козы, овцы, свиньи и так далее. Все эти животные
заражаются токсоплазмой случайно, проглотив спороцисту с едой или водой, и тоже
заменяют мышь в жизненном цикле паразита.

Внутри
промежуточного хозяина тканевые цисты формируются в мышцах и других тканях — и
человек может заразиться, съев такую цисту с мясом. В желудке человека из
тканевой цисты выходят клетки паразита, которые мигрируют в мозг и образуют там
псевдоцисты.

Токсоплазмоз,
который человек приобретает в ходе жизни, называется приобретенным, однако
известны случаи и врожденного токсопламоза. Если женщина заражается
токсоплазмой во время беременности, то вышедшие из споры паразиты способны
мигрировать через плаценту в развивающийся плод. Формируя псевдоцисты в
развивающемся мозге ребенка, паразит вызывает серьезные структурные повреждения
нервной ткани плода, что приводит к неизлечимым уродствам.

Всем женщинам в
первом триместре беременности делают тест на антитела к токсоплазме и смотрят,
активен ли паразит. При этом, если беременная женщина уже сталкивалась с
паразитом и в ее мозге имеются псевдоцисты, это не опасно для плода. Опасен
именно острый период, то есть период заражения. Именно поэтому беременным
женщинам не рекомендуют общаться с кошками до окончания срока беременности.

Итак,
токсоплазмоз выглядит вполне мирным заболеванием, которое не доставит неудобств
при соблюдении простейших мер предосторожности. В то же время есть мнение, что
влияние токсоплазмы на человека огромно. И это влияние распространяется не
только на отдельного индивидуума, но значимо в масштабах социума. Считается,
что целые культуры формировались под воздействием токсоплазмы. Именно
воздействие токсоплазмы обусловило любовь к кошкам у древних египтян и страсть
французов к блюдам из сырого мяса. Именно с особенностями социальной жизни
связан и процент зараженности населения той или иной страны токсоплазмозом.
Кстати сказать, во Франции этот процент наиболее высок.

Воздействуя на
человека, паразит преследует одну цель — замкнуть жизненный цикл и сделать так,
чтобы хозяин достался на обед кошке. В большинстве случаев человек — это
тупиковая ветвь для токсоплазмы, ведь случаи, чтобы кошка съела человека,
довольно редки. Не надо пытаться предотвратить заражение токсоплазмой, оно с
большой вероятностью произойдет рано или поздно. Однако прислушиваться к себе
надо и следует противопоставлять силу воли химическим атакам паразитических
псевдоцист, подавляя соблазн перебежать дорогу на красный свет!

Елена Темерева,
профессор РАН, ведущий научный сотрудник
кафедры зоологии беспозвоночных биофака МГУ

4.3 Дирофиляриоз собак

Введение 
Основным материалом для создания данного руководства становится информация
наиболее авторитетных организаций по борьбе с паразитарными заболеваниями
животных, в первую очередь — рекомендации Американского и Европейского
обществ по борьбе с дирофиляриозом, материалы европейских и американских
конгрессов, посвящённых дирофиляриозу, результаты завершённых исследований,
статьи ведущих экспертов, в какой-то мере и мнение ряда авторитетных
практикующих ветеринарных врачей.

Аспекты
морфологии и биологии паразитов
Дирофиляриоз (Dirofilariasis, от лат. «diro, filum» — «злая нить»)
— гельминтозное заболевание, вызываемое нематодами рода Dirofilaria. Длина
взрослых особей достигает 40см, диаметр до 1,3мм. Обычный дефинитивный хозяин
для  дирофилярий — домашние собаки и другие представители семейства
 собачьих. Промежуточный хозяин — комары (роды Aedes, Culex, Anopheles).
Общее количество гельминтов, заражающих собаку,  варьирует от 1 до 250
особей. Помимо собак заражению могут быть подвержены и другие виды: волки,
лисы, койоты, домашние и дикие кошки, хорьки, ондатры, морские львы,
 носухи, а также  люди.

В Украине,
России, Белоруссии у собак регистрируют две разновидности дирофилярий:

— D.immitis —
имаго этого вида паразитируют в легочных  артериях и правых отделах
сердца,вызывая сердечно-легочную форму заболевания;
— D.repens — взрослые особи этого вида паразитируют в подкожной клетчатке и
мышцах, вызывая кожную форму болезни.

Взрослые самки
дирофилярий ежедневно выделяют большое количество личинок микроскопического
размера. Это личинки первой стадии, их ещё называют «личинки стадии L1» или
«микрофилярии». Током крови микрофилярии разносятся по всей кровеносной
системе собаки. Комар пьёт кровь у заражённого животного, заглатывая вместе с
кровью личинок первой стадии. В организме комара личинки развиваются, проходят
стадии развития L2 и L3. Время развития личинок в комаре, до инвазионной стадии
L3, в среднем занимает 10-14 дней, но может варьировать, в зависимости от
средней дневной температуры воздуха и влажности. Во время укуса комара
инвазионные личинки проникают в организм дефинитивного хозяина. После
инокуляции 2-3 месяца они находятся в подкожной клетчатке и мышцах, за это
время два раза линяют, проходят стадии развития L4 и L5. Стадия L5  —
незрелые взрослые особи гельминтов, могут достигать длины 1-2см. Юные
особи D.repens остаются паразитировать в пределах подкожной клетчатки. Особи
D.immitis мигрируют в системный кровоток, и, током крови, заносятся в легочные
артерии. Как правило, через 7-9 месяцев после начала инвазии в крови
циркулируют микрофилярии. Продолжительность жизни гельминтов в организме собаки
может достигать 7 лет от момента заражения.  Юные и взрослые D.immitis
локализуются  преимущественно  в каудальных легочных артериях, иногда
мигрируя в главные легочные артерии, при тяжёлой инвазии — в правые отделы
сердца и крупные вены.

Сердечно-лёгочная
форма дирофиляриоза 

Патогенез
Тяжесть поражения и, соответственно, клинические проявления болезни зависят,
главным образом, от количества паразитов в одной собаке, продолжительности
инвазии и взаимодействия организма хозяина и паразитов. Во всех случаях заражения
в легочных артериях развиваются:
— ворсинчатая миоинтимальная пролиферация,
— воспаление,
— легочная гипертензия,
— нарушение целостности сосудов,
— фиброз.

Возможные
осложнения течения болезни
Очень значительная, или даже бо́льшая часть  патологических и клинических
изменений связана с гибелью паразитов. После естественной гибели, или как
следствие лечения, дирофилярии разлагаются на маленькие фрагменты и смещаются в
дистальные легочные артерии. Эти фрагменты паразитов, наряду с выраженным
воспалением, скоплением тромбоцитов, приводят к тромбоэмболии легочных артерий
(гельминт-индуцированная ТЭЛА).  Уже как следствие легочной гипертензии
у части пациентов развивается “хроническое легочное сердце”
(cor-pulmonale), появляются симптомы правожелудочковой застойной сердечной
недостаточности. В среднем, у 14% больных собак  развивается
поражение  легочной  паренхимы, связанное  с эозинофильным
пневмонитом (ЭП). Эозинофильная  гранулёма  лёгкого (ЭГЛ)
— относительно  редкое осложнение дирофиляриоза. У большей
 части заражённых животных развивается гломерулонефрит, он проявляется
протеинурией, и редко становится причиной почечной  недостаточности.
Абсолютно все дирофилярии, как и многие другие филяриозные нематоды, несут в
себе бактерии-эндосимбионты — вольбахии.  Вольбахии — это
облигатные бактерии, от которых зависят плодовитость и выживаемость
дирофилярий. Гломерулонефрит и ЭП вызывают не взрослые дирофилярии, а  как
раз вольбахии вместе с микрофиляриями. Одно из возможных осложнений заболевания
— нетипичная миграция паразитов (головной и спинной мозг, глаза, подкожная
клетчатка, брюшная полость).

У небольшой части
собак с тяжёлой инвазией остро развивается «синдром полой вены», обусловленный
дирофиляриозом (Heartworm Caval Syndrome). Бо́льшая часть дирофилярий 
при этом  расположена в правом предсердии и полых венах. Возникает
частичная обструкция кровотока  через правые отделы сердца,
трикуспидальная недостаточность. Синдрому полой вены всегда предшествует
гельминт-индуцированная ТЭЛА, что значительно  увеличивает негативные
эффекты трикуспидальной регургитации. Снижается преднагрузка на левый желудочек
и сердечный выброс, нередко развиваются аритмии. Всегда присутствует
гемолитическая анемия, метаболический ацидоз, гепаторенальная дисфункция,
развивается ДВС-синдром. Без хирургического удаления большей части гельминтов
такие животные обычно погибают в течение 48 часов от кардиогенного
(обструктивного) шока.

Подход к
диагностике

В постановке
диагноза имеют значение:
— проживание животного в эндемичной зоне, или её посещение во время лёта
комаров;
— в регионах, где есть сезонность лёта комаров, наибольшее количество больных
выявляется в тёплое время года;
—  у большинства заражённых животных симптомы отсутствуют, они могут
оставаться асимптоматичными в течение месяцев и даже лет.

Клинические
проявления дирофиляриоза вариабельны. Симптомы обычно хронические, постепенно
нарастающие. Первыми признаками болезни, которые замечают владельцы, наиболее
часто становятся быстрая утомляемость и кашель. Очень характерны потеря веса и
одышка, могут встречаться обмороки, при развитии правожелудочковой сердечной
недостаточности – асцит, гидроторакс, отёки. На фоне хронического течения
болезни, вследствие естественной гибели большого количества
гельминтов, может развиваться симптоматика тромбоэмболии лёгочных артерий:
остро развивающаяся дыхательная недостаточность, лихорадка, кровохарканье.

У 13% собак,
имеющих симптомы болезни, аускультируется систолический шум  в пункте
оптима трикуспидального клапана, такая же частота встречаемости расщепления
второго тона. Очень характерен цианоз слизистых оболочек, у пациентов с тяжёлой
инвазией может выявляться выраженная бледность слизистых, замедление СНК,
влажные хрипы, гепатоспленомегалия, пульсация ярёмных вен.

Внезапная смерть
при дирофиляриозе собак не характерна — как правило, смерти предшествуют
тяжёлые дыхательные нарушения или кахексия.

Основные, и
наиболее ценные диагностические исследования — тестирование на антиген,
тестирование на микрофилярии, рентгенография грудной клетки и эхокардиография
(ЭХО). Сопоставление результатов этих исследований необходимы для:
— установления диагноза
— дифференциальной диагностики
— оценки тяжести инвазии и степени сердечно-легочных нарушений
— определения лечебной тактики и прогноза
— оценки эффективности проведенной терапии

Лабораторная
диагностика

Иммунодиагностические
тесты

Одноразовые
тест-системы для экспресс-диагностики — это главный диагностический
инструмент, они же являются основным инструментом скрининга. Существуют
тест-системы основанные на технологии ELISA и иммунохроматографии,
диагностическая ценность у них примерно одинаковая. В клинической практике
полезны тест-системы обоих форматов.

Тесты
обнаруживают протеин (антиген), секретируемый, преимущественно, взрослыми
самками D.immitis. У небольшого числа собак с инвазией наличие антигена в крови
может определяться через 5 месяцев от момента заражения, но у большинства
заражённых животных антигенемия определяется через 6-7 месяцев после заражения.
В такой ситуации, когда заражённая собака получает препараты для профилактики
дирофиляриоза, антигенемия может определяться ещё позже — через 9 месяцев от
момента заражения.

Современные
тест-системы обладают специфичностью близкой к 100%. В отношении
чувствительности авторы обычно опираются на результаты исследований,
опубликованные в 2003г: при наличии одной взрослой самки чувствительность
тестов относительно невысокая — 64%, при наличии четырёх взрослых самок
— 89%, при большем количестве самок, чувствительность тест-систем
возрастает.

Возможные причины
ложноотрицательного результата тестирования на антиген:
— инвазия с малым количеством самок
— молодая инвазия (тестирование проводят не ранее 7-ми мес возраста
собаки)
— задержка антигенемии у собак, получающих препараты для профилактики
— инвазия только самцами
— нарушение инструкции производителя
— наличие комплексов антиген/антитело

Термообработка
сыворотки перед тестом на антиген
На сегодняшний день есть задокументированные случаи, когда антиген, связанный
иммунными комплексами не определялся тест-системами. Локальные данные по
некоторым регионам США: от 5 до 10% тестов оказываются ложноотрицательными.
Одна из основных причин ложноотрицательных результатов тестирования – наличие
комплексов антиген/антитело. Если перед проведением теста провести термическую
обработку сыворотки (103⁰ С, в течение 10мин), комплексы антиген/антитело
разрушаются и высвобождается антиген, таким образом снижается вероятность
ложноотрицательного результата тестирования. Однако на сегодняшний день
рутинная термообработка сыворотки не рекомендована, т.к. это является
нарушением инструкции производителей тестов.

Тестирование на
микрофилярии
Независимо от результатов серологического тестирования, обязательно необходимо
выполнить тест на микрофилярии. Положительный результат теста можно
использовать для подтверждения диагноза. Наличие личинок первой стадии
идентифицирует пациента как источник инвазии и готовит врача к потенциально
возможной серьёзной реакции на уничтожение микрофилярий. Среди различных
вариантов исследования в Украине и России наибольшей популярностью
пользуются нативный мазок крови и модифицированный метод Кнотта. “Минусы”
теста:
— в течение первых 7 месяцев от начала инвазии результаты тестов будут
негативными (тестирование не ранее 7-ми месячного возраста животного);
— в среднем 30% собак  амикрофиляриемичны (это может быть связано с рядом
факторов: молодая инвазия, инвазия однополыми особями, иммуно-обусловленная
 деструкция микрофилярий, лекарственно-индуцированная деструкция
микрофилярий);
— количество микрофилярий не коррелирует с  числом  взрослых особей.

Если ваша
диагностика началась с того, что вы обнаружили микрофилярии в крови у собаки
— необходимо провести тестирование на антиген, рентгенографию грудной
клетки и эхокардиографию. Как уже упоминалось ранее, экспресс-тесты обладают
высокой специфичностью, положительный результат исследования однозначно говорит
о диагнозе “сердечно-легочная форма дирофиляриоза”, даже в том случае, если
рентген и ЭХО не выявляют поражения.
Если же тест на антиген отрицательный, рентген и ЭХО не выявили признаки
инвазии  — предварительный диагноз — “кожная форма дирофиляриоза”. В
такой ситуации для исключения заражения D.immitis рекомендуется повторить
исследование на антиген, хотя это и не является строго обязательным. Для
повторного тестирования используют тест-системы другого формата (например
иммунохроматографический тест после ELISA), если нет возможности использовать
тест другого формата — повторяют анализ тест-системой другого производителя.
Как вариант, можно провести повторное тестирование после предварительной
термообработки сыворотки (см. выше). При получении двух отрицательных
результатов тестирования собаке назначают лечение кожной формы дирофиляриоза,
через 6 месяцев исследование на антиген D.immitis повторяют.

Рутинные
лабораторные исследования

Специальные
исследования

Рентгенография
грудной клетки
Изменения на рентгенограммах наблюдаются у 85% заражённых собак. Эти изменения
вариабельны  и могут развиваться уже через три месяца после начала
инвазии, когда мигрирующие личинки достигают легочных артерий. Поражение
артерий и паренхимы лёгких может сохраняться в течение длительного времени
после окончания инвазии, вследствие естественной гибели гельминтов или
вследствие лечения. В связи с этим  у части животных с тяжёлой
симптоматикой и выраженными изменениями на рентгенограммах  может
наблюдаться непропорционально низкий уровень антигенемии, или она вообще может
отсутствовать на то время, когда собаке сделали тест. Собаки с низким уровнем
физической активности, даже при большом количестве паразитов, могут оставаться
 асимптоматичными и иметь минимальные рентгенологические нарушения.

Наиболее типичное
изменение на рентгенограммах — локальное поражение периферических лёгочных
артерий, их увеличение, уплотнение, деформация, особенно в каудальных долях
лёгких, встречается  так называемый «эффект обрезки». Эти изменения могут
сопровождаться поражением лёгочной паренхимы различной степени тяжести, за счёт
ЭП и ТЭЛА. Иногда, как одно из проявлений ТЭЛА, может наблюдаться локальное
обеднение лёгочного сосудистого рисунка. Вовлечение крупных ветвей
легочных артерий и выпячивание главной легочной артерии (ЛА)  на
рентегенограмме в прямой проекции  — признаки тяжёлой инвазии и
хронического течения дирофиляриоза. При тяжёлой инвазии, в конечном счёте,
появляется выраженное расширение правых отделов сердца, могут выявляться
признаки правожелудочковой сердечной недостаточности — гепатомегалия,
гидроторакс, асцит. Характерные изменения легочных артерий, считают патогномоничным
признаком дирофиляриоза.

Альвеолярные
инфильтраты у пациентов с дирофиляриозом – типичное проявление ТЭЛА. В наиболее
тяжёлых случаях определятся консолидация одной или нескольких долей лёгкого
(массивные сливающиеся инфильтраты). Наиболее часто такие изменения развиваются
в каудальных долях и сопровождаются характерным поражением артерий.

На фото 5 и 6
представлены наиболее ранние рентгенографические признаки инвазии.

Фото 6 
Усиление рисунка каудальных долевых легочных артерий. Справа — увеличенный фрагмент
рентгенограммы. (На рентгенограммах в прямой проекции долевые легочные артерии
расположены латеральнее легочных вен. На данной рентгенограмме диаметр артерии
примерно в два раза больше диаметра вены, плотность артерии выше плотности
вены).

Эхокардиография
В просвете легочных артерий или правого предсердия в ряде случаев могут
визуализироваться взрослые особи дирофилярий, это является патогномоничным
признаком инвазии. В тех регионах, где инвазия D.immitis встречается часто, на
ЭХО часто выявляется выраженное изолированное расширение правых отделов сердца
и гипертензия полых вен. Может выявляться лёгочная гипертензия, выраженное
расширение ствола ЛА и главных легочных артерий. У части животных
визуализируются включения на трикуспидальном клапане, тромбы в легочной артерии
и правом предсердии.

Профилактика

Лекарственная
профилактика дирофиляриоза (ЛПД) проводится в США, Канаде, в ряде стран Европы
и Азии. Для предотвращения инвазии ежемесячно и круглогодично проводят
обработку животных одним из четырёх препаратов, представленных в таблице 1. Все
эти препараты относятся к фармакологической группе “макроциклические лактоны”
(макролиды) и обладают относительно сходными показателями эффективности и
безопасности. Препараты одобренные для профилактики считаются одними из
наиболее безопасных лекарств, которые существуют в ветеринарной медицине.

Собаки
высокочувствительны к заражению дирофиляризом (они очень-очень легко
заражаются), и защитить их не так уж просто. С одной стороны – ничего сложного
в профилактике нет, с другой стороны – есть целый ряд важных деталей, о которых
должен знать и врач, и которые должен соблюдать владелец животного. Если
проводить профилактику неправильно – животные будут заражаться.

Лекарство для
профилактики должен назначать ветеринарный врач, при наличии терапевтического
сотрудничества с владельцем животного. Лекарственную профилактику необходимо
начать в возрасте собаки 6-8 недель. В указанной дозировке препараты безопасны
в т.ч. для беременных и лактирующих собак, ивермектин-чувстительных пород
собак.

У животных в
возрасте 7 месяцев и старше, ранее не получавших макролиды для профилактики,
перед первой обработкой необходимо исключить заражение дирофиляриозом. Для
этого проводят тестирование на антиген и микрофилярии.

Все организации
по борьбе с дирофиляриозом рекомендуют проводить обработки круглогодично даже в
тех регионах, где есть сезонность лёта комаров. Такой подход к профилактике
обусловлен рядом факторов: в условиях города комары способны размножаться и
передавать дирофиляриоз даже зимой, хотя, это происходит не так интенсивно, как
в тёплое время года. Круглогодичная профилактика повышает терапевтическое
сотрудничество. Если владелец животного будет давать лекарство постоянно, без
перерыва, то, более вероятно, что он даст его вовремя, даст его правильно, что
он не забудет это сделать. После укуса комара инвазионные личинки попадают
в организм собаки. Для полной элиминации личинок и достижения максимального
профилактического эффекта, необходимо на протяжении последующих шести месяцев обрабатывать
животное одним из макролидов. В регионах, с невысокой распространённостью
дирофиляриоза имеет значение, так называемый, эффект “reach-back”: если
владелец животного допустит грубую ошибку в профилактике и не будет давать
лекарство в течение 2-3 месяцев, но после этого будет давать макролиды
регулярно на протяжении последующих 12 месяцев, то существует высокая
вероятность того, что животное не будет заражено. Эти свойства макролидов
получили название эффект “reach-back”.

Считается, что
уменьшение контакта с возбудителем заболевания повышает эффективность
профилактики. В тех районах, где больных особенно много, помимо лекарственных
обработок, необходимо стараться ограничить контакт собак с комарами:
обрабатывать животных репеллентами, не выводить гулять в пиковые часы лёта
комаров, в помещениях — использовать москитные сетки, фумигаторы и т.д.

Скрининг

В тех областях,
где есть необходимость в лекарственной профилактике дирофиляриоза (ЛПД)
абсолютно всех собак один раз в год необходимо тестировать на антиген и
микрофилярии, даже тех животных, которые получают макролиды для профилактики.

Ежегодное
скриниговое тестирование является неотъемлемой частью контроля инвазии,
основные его задачи:
— подтверждение
наличия профилактического эффекта макролидов  у конкретного
животного;
— регулярный контроль эффективности превентивных лекарственных
обработок.

Может ли
животное, которое получает препараты для профилактики заразиться?
Эффективность ЛПД составляет около 95%. Большинство случаев неуспешной
профилактики связаны, как ни странно, с нарушением рекомендаций по
профилактике, и включают:
— обработку животного препаратами, которые не рекомендованы для ЛПД и не
являются эффективными (например: одними только репеллентами, препаратами против
кишечных гельминтов и др.);
— нерегулярную обработку животного;
— неправильно проводимую обработку (нарушение инструкции по применению
препарата, нарушение рекомендаций врача).
Также причинами недостаточной эффективности макролидов могут становиться:
— недостаточная абсорбция активного ингредиента препарата;
— биологическая вариабельность метаболизма препарата и иммунного ответа у
собак;
— низкая чувствительность гельминтов к препарату.
За последние несколько лет в США появился ряд сообщений о выявлении
субпопуляций дирофилярий устойчивых к макролидам.

Что даёт
скрининг?
Раннее выявление заражения и своевременное начало терапии является важным
фактором в лечении пациента с дирофиляриозом. При этом тяжесть патологических
эффектов, связанных с гельминтами, сводится к минимуму.

Скрининговое
тестирование выявляет животных с микрофиляриемией, и, соответственно, позволяет
установить и контролировать один из источников заражения собак, кошек и людей.

Нарушение
рекомендаций по профилактике
Одна из задач, которую необходимо выполнить для эффективного контроля инвазии,
– это определить статус пациента – исключить или подтвердить заражение собаки
дирофиляриозом. При несоблюдении владельцем животного рекомендаций по
профилактике однократное тестирование на антиген и микрофилярии не может исключить
заражение, необходимо своевременное повторное тестирование.
Рассмотрим ситуации, когда необходимо повторное тестирование.

1)
 — Щенки, у которых ЛПД начали в возрасте более 8-ми недель, например
в возрасте 10 недель.
     — А также щенки, у которых ЛПД начали в возрасте до
8-ми недель, но содержание животных было преимущественно уличным, в тех
регионах, где дирофиляриоз встречается часто.
В такой ситуации тестирование на антиген и микрофилярии проводят через 7
месяцев после первой обработки макролидами. Если по результатам тестов
антигенемия и микрофиляриемия не обнаружены – в дальнейшем проводят обычный
ежегодный скрининг.

2)  — Собаки
в возрасте 7 месяцев или старше ранее не получавшие макролиды для профилактики.
     — А также собаки в возрасте 7 месяцев или старше,
которые получают макролиды для профилактики, но есть данные, что владелец
пропустил одну или несколько обработок, либо проводит
обработку неправильно (нарушение инструкции по применению препарата,
нарушение рекомендаций врача).
В такой ситуации, в течение последующего года, проводят трёхкратное
тестирование:
— первичный тест (проводят перед началом / продолжением  ЛПД); 
— повторный тест через 6мес; 
— повторный тест ещё через 6мес.
  Далее проводят обычный ежегодный скрининг.

Если результаты
первичных тестов отрицательные – собаке назначают ежемесячные профилактические
обработки макролидами. Тестирование позволяет определить есть ли у животного
зрелая инвазия на данный момент, но не может исключить молодую
инвазию. Антигенемия и микрофиляриемия появляются не ранее 5-7 месяцев от
момента заражения. У собак, которые получают макролиды, антигенемия может
определяться ещё позже – через 9 месяцев от момента заражения. Повторные
исследования на антиген и микрофилярии через 6 месяцев, а затем ещё через 6
месяцев, необходимы для исключения молодой инвазии, а также повышают
вероятность выявления инвазии с небольшим количеством самок, когда антигенемия
определяется периодически. При получении отрицательных результатов всех трёх
тестов — далее проводят скрининговое тестирование один раз в год.

Лечение

Основные цели
лечения:
— улучшить клиническое состояние и прогноз;
— избавить пациента от всех стадий развития дирофилярий;
— не допустить / уменьшить тяжесть тромбоэмболических осложнений.

Наиболее важные
факторы, влияющие на успех лечения:
1) — степень поражения сердца и лёгких до лечения,
2) — количество взрослых дирофилярий,
3) — резкое ограничение подвижности собаки.

В процессе
лечения у части пациентов могут возникать осложнения, связанные с тромбоэмболией
лёгочных артерий. Вероятность развития этих осложнений, а также их тяжесть,
равным образом зависят от двух факторов: от количества взрослых дирофилярий, и
от строго соблюдения условия резкого ограничения подвижности собаки. Было
проведено исследование, в котором двум группам собак хирургически
трансплантировали взрослых дирофилярий. Животным первой группы
трансплантировали по 50 особей  и после операции, на протяжении всего
времени исследования, содержали собак в небольших клетках. Собакам второй группы
трансплантировали по 14 взрослых особей и после этого позволяли им физическую
нагрузку умеренной и средней интенсивности. У собак первой группы поражение
лёгких было существенно менее выражено, изменения в лёгких развивались
значительно медленнее, чем у собак второй группы. Схожая ситуация развивается у
собак и во время лечения. Как только установили диагноз “сердечно-легочная
форма дирофиляриоза”, необходимо рекомендовать владельцам ограничить
подвижность собаки, исключить интенсивные нагрузки (охоту, активные игры,
плавание и т.д.).

Адюльтицидная
терапия (меларсомин) 

—
 вспомогательная терапия
—  хирургическое лечение

Единственная
правильная стратегия лечения — адюльтицидная терапия (от англ. adult
— «взрослый, зрелый») — это относительно быстрое уничтожение взрослых
особей дирофилярий, с помощью лекарственных средств. На сегодняшний день
единственный препарат, который для этого рекомендован — меларсомин,
торговое название Иммитицид. Во всех случаях заражения проводят вспомогательную
терапию. При высокой и очень высокой интенсивности инвазии показана
хирургическая экстракция части паразитов.

Преадюльтицидная
оценка
Исследования, которые рекомендуется выполнить перед адюльтицидной терапией:
тест на антиген, тест на микрофилярии, рентгенография, эхокардиография,
рутинные лабораторные исследования (анализ мочи, общий клинический и б/х
анализы крови). В случае, если тест на антиген положительный, но
пациент бессимптомный, изменений на рентгене и ЭХО также нет, — диагноз
подтверждает наличие микрофилярий или ещё один положительный тест на антиген,
желательно  — другого формата или другого производителя.

Задача
преадюльтицидной оценки — прогнозировать тяжесть тромбоэмболических
осложнений, одна из наиболее удачных классификаций пациентов с дирофиляриозом
представлена в таблице 2. Классификация простая, учитывает много факторов,
имеет прогностическую ценность. Всех заражённых собак делят на две большие
группы: с низким и высоким  риском тромбоэмболии (ТЭ). К какой бы группе
ни был отнесён пациент, лечение первого выбора — меларсомин, отличается
только подготовка животного к лечению.

Адюльтицидная терапия

Иммитицид
(melarsomine dihydrochloride)

Меларсомин
— органическое соединение мышьяка. В инструкции к препарату протокол
использования несколько отличается,  однако  в статьях ряда авторов,
в руководствах по лечению дирофиляриоза, настоятельно рекомендуется
использовать только такой протокол. Он вызывает меньше осложнений и приводит к
более полной элиминации паразитов. В отношении токсичности и риска ТЭ авторы обычно
опираются на результаты исследования, опубликованные в 1993г, когда меларсомин
использовали для лечения 380 собак с дирофиляриозом. Не было ни одного случая
прекращения терапии из-за гепатотоксичности (предшественник меларсомина
— тиацетарсамид вызывал её в 15-30% случаев) и ни одного случая тяжёлой
ТЭ. В этом же исследовании 55 собак были определены  как пациенты с
тяжёлой инвазией. У 31% собак  из этих 55  наблюдали ТЭ умеренной или
средней тяжести, фатальных исходов не было.

Меларсомин вводят
глубоко внутримышечно в поясничные мышцы. Для снижения вероятности развития
абсцесса в месте введения, непосредственно перед инъекцией необходимо заменить
иглу на новую. Не вводите меларсомин той же иглой, с помощью которой был
приготовлен раствор. Каждая последующая инъекция меларсомина вводится в
противоположную сторону животного. Например: первая инъекция — в поясничные
мышцы слева, через месяц вторая инъекция справа, и через сутки третья инъекция
слева. При отсутствии возможности сделать инъекцию в другой бок не вводите
меларсомин в то же самое место на пояснице. При необходимости допускается
хранение готового раствора для инъекций охлаждённым в защищённом от света месте
не более 24-х часов. Готовый раствор не замораживать.

Как следствие
паразитирования дирофилярий, так и  вследствие лечения,
 тромбоэмболия легочных артерий —  неизбежное явление. Задача врача
— использовать все средства, чтобы уменьшить её тяжесть. Во время
физической активности легочной кровоток становится более интенсивным, в тех
участках легочных артерий, которые уже подвержены ТЭ, происходит отслоение
интимы, разрывы сосудов, с последующим фиброзом, через повреждённые стенки
сосудов медиаторы воспаления начинают просачиваться в окружающие ткани. По
мнению одного из авторов поражение в таком случае становится сходным с
респираторным дистресс-синдромом. Впоследствии развивается тяжёлая легочная
гипертензия и, возможно, сердечная недостаточность. Хотя это и крайне редкое
осложнение, может развиваться инфаркт лёгкого. Лучшее, что можно сделать для
уменьшения тяжести ТЭЛА — резко ограничить подвижность собаки, посадив её в
небольшую клетку: на 4 недели  после первой инъекции  и 
ещё на 6-8 недель  после второй серии инъекций. При необходимости
рекомендуется использовать транквилизаторы. Полноценная физическая нагрузка
— не ранее чем через полгода после лечения, с разрешения врача. Считается
допустимым сделать инъекцию в клинике, а затем забрать собаку домой. Владелец
животного может купить клетку или взять её в аренду. По рекомендациям одного из
авторов, в течение всего времени лечения можно содержать собаку, например, в
ванной комнате, в небольшом вольере или в гараже; прогулки при этом должны быть
максимально короткими и только на поводке.

Постадюльтицидная оценка
Адюльтицидная терапия не обязательно должна уничтожить всех взрослых паразитов,
основная её задача — значительно сократить их численность, улучшить клиническое
состояние пациента и прогноз. Как следствие лечения погибают все самцы
дирофилярий, самки иногда могут выживать. Если симптомы отсутствуют, даже с
положительным тестом на антиген, повторное лечение не проводят, в некоторых
случаях  врач может принять решение о повторном лечении.

Для оценки
эффективности терапии через 1 месяц после второй серии инъекций меларсомина
проводят тест на микрофилярии. Не ранее, чем через 6 месяцев после окончания
лечения, проводят: тестирование на антиген, повторный тест на микрофилярии,
рентгенографию, ЭХО. Антигенемия может сохраняться в течение нескольких месяцев
после гибели паразитов.

Как результат лечения все
авторы отмечают значительное улучшение состояния лёгких, полную нормализацию
давления в легочной артерии. Сердечная недостаточность  в ряде случаев
может быть обратимой, это зависит от степени изменения сердца до лечения. У
бессимптомных животных, а также у животных с инвазией умеренной тяжести,
рентгенограммы полностью нормализуются. Как во время лечения, так и 
впоследствии, нет необходимости мониторировать печёночные трансаминазы, хотя у
части пациентов  может быть их временное повышение.

Вспомогательная
терапия

Вспомогательная
терапия проводится во всех случаях заражения. Результаты недавних исследований
показали, что использование комбинации ивермектин-доксциклин, перед
адюльтицидной терапией, позволяет существенно снизить тяжесть поражения лёгких,
которое возникает из-за ТЭ.

Макроциклические
лактоны
Несмотря на то, что такие исследования проведены только с одним из макролидов –
ивермектином, для вспомогательной терапии можно использовать любой из четырёх
препаратов, рекомендованных для профилактики.

Первую обработку
макролидом проводят на следующий день, после того как установили диагноз, или
же — в ближайшие несколько дней. Если состояние животного позволяет,
откладываем адюльтицидную терапию на два-три месяца. Давайте рассмотрим
подробнее, с какой целью это делается.
У собак с подтверждённым диагнозом «Дирофиляриоз» в организме, как правило,
присутствуют дирофиляирии, находящиеся на различных стадиях развития. Их
возраст может варьировать от менее чем 1-го месяца и до 7-ми лет от момента
заражения. Меларсомин не уничтожает личинок, возрастом менее 4-х месяцев от
начала инвазии, для более зрелых личинок он будет эффективен. Обрабатывая
животное одним из макролидов на протяжении двух месяцев, мы достигаем следующих
эффектов:
— элиминация мигрирующих личинок, возрастом менее 2-х месяцев от начала
инвазии;
— более зрелые личинки (два месяца от начала инвазии и более) достигают того
возраста, когда они будут восприимчивы к меларсомину;(схема-1)
— прекращается рост незрелых дирофилярий и редуцируется половой аппарат самок;
— значительно уменьшается количество микрофилярий, либо происходит их полная
элиминация;
— макролиды препятствуют новому заражению.
Уменьшение общей массы гельминтов и антигенной нагрузки снижает тяжесть
поражения лёгких вследствие ТЭ.

Доксициклин
Как упоминалось ранее, возникновение эозинофильного пневмонита и
гломерулонефрита при дирофиляриозе, обусловлено бактериями-эндосимбионтами
вольбахиями. Главный поверхностный протеин вольбахий обладает выраженным
провоспалительным эффектом и вызывает очень активную реакцию иммунной системы.
При гибели взрослых особей D.immitis, помимо продуктов распада гельминтов, в
лёгкие попадают вольбахии, их поверхностный протеин и эндотоксины, что
значительно увеличивает тяжесть легочного поражения.

Кортикостероиды
Показаны во всех случаях заражения. Для пациентов с дирофиляриозом наиболее
важными являются их противовоспалительный и иммуносупрессивный эффекты.
—  уменьшение тяжести и купирование симптомов  ТЭЛА, ЭП, ЭГЛ;
—  профилактика осложнений при микрофилярицидной терапии;
—  минимизация реакции на меларсомин в месте инъекции.
Постоянное применение не рекомендуется из-за снижения легочного кровотока и
усиления поражения легочных артерий. Курс преднизолона длительностью 4 недели
рекомендуется начать в тот же день, когда установили диагноз, повторить его
после первой инъекции меларсомина, и ещё раз, после второй серии инъекций.

Гепарин 
Показаниями для использования гепарина могут становиться:
— купирование симптомов гельминт-индуцированной ТЭЛА — 50-150 ед/кг х
2-3р;
— тромбоцитопения и/или ДВС-синдром — 50-75 ед/кг х 3р..

Аспирин и другие
НПВС
В настоящее время не рекомендованы. Антитромбоцитарный эффект аспирина при
дирофиляриозе считается незначительным, в тоже время есть данные, что при
длительном применении эта группа препаратов может усиливать поражение лёгочных
артерий.

Собаки с высокой
степенью риска тромбоэмболических осложнений

Все пациенты,
имеющие симптомы, перед адюльтицидной терапией требуют предварительной
стабилизации. Большинству собак с хроническим дирофиляриозом, помимо
адюльтицидной и вспомогательной терапии, требуется консервативное лечение
лёгочной гипертензии, и нередко хронического лёгочного сердца и ХСН. Выбор
препаратов и режим их дозирования зависит от имеющейся у животного симптоматики
и объективных данных полученных по результатам специальных исследований.
Ключевое исследование у таких пациентов – эхокардиография с обязательной
допплерографией, в её задачи входит:
— выявление и оценка тяжести лёгочной гипертензии, оценка эффективности
препаратов для контроля лёгочной гипертензии;
— выявление ремоделирования сердца, оценка степени развития объективных
изменений, выявление застоя в большом кругу кровообращения;
— исключение сопутствующих заболеваний сердца.

Пациенты с острой
симптоматикой ТЭЛА
Наиболее тяжёлым пациентам может потребоваться интенсивная терапия, и в т.ч.
длительная оксигенация, инфузионная терапия, используют гепарин,
клопидогрел/аспирин, преднизолон, антибиотики широко спектра действия.
Тромболитики не показаны, при дирофиляриозе они не оказывают положительного
влияния на прогноз.

Синдром полой
вены / взрослые особи в правом предсердии
Для первичной стабилизации таких пациентов проводят инфузионную терапию,
показаны: гепарин, клопидогрел/аспирин, кортикостероиды, антибиотики широкого
спектра действия. Проводят мероприятия по борьбе с ДВС-синдромом, анемией и
другими осложнениями. В ближайшее время после установления диагноза необходимо
провести хирургическую экстракцию большей части паразитов. Адюльтицидную
терапию рекомендуется начать не позднее чем через месяц после операции.

Хирургическое
лечение

Показано только
пациентам с тяжёлой или очень тяжёлой инвазией. Цели операции:
— не дать пациенту погибнуть в ближайшие несколько дней/часов при синдроме
полой вены;
— снизить число взрослых дирофилярий, чтобы увеличить процент выживаемости и
выздоровления после использования меларсомина.

Все хирургические
вмешательства при дирофиляризе можно разделить на два вида. Первый вид
операций, относительно несложный  — удаление паразитов только из правого
предсердия и полых вен. Жёсткие щипцы “аллигатор”, длиной от 20 до 40см, с
доступом через ярёмную вену, вводят в полость правого предсердия, вслепую
захватывают гельминтов и извлекают.  Щипцы вводят многократно, наличие
гельминтов в предсердии контролируется с помощью эхокардиографии. Операцию
также можно провести гибкими инструментами для удаления инородных тел, которые
используют в фиброгастроскопии. Рабочие части инструментов, которые производят
захват, могут быть различными, мы, например, используем инструмент “корзинка”.
Следует очень аккуратно манипулировать с гельминтами, чтобы их не
фрагментировать.

Второй вид
операций — удаление дирофилярий из легочных артерий и правого предсердия.
Технически более  сложный, требует контроля как эхокардиографии, так и
рентгеноскопии. В 80-х годах в Японии был разработан специальный
инструмент для этой операции — щипцы Ишихара. В последние несколько лет
публикуются статьи корейских ветеринарных врачей, которые модифицировали этот
вид операций с использованием интродьюсера. Такая модификация позволяет извлечь
большее количество гельминтов и существенно снизить травматизацию эндокарда и
стенок сосудов. В нашей клинике есть положительный опыт обоих видов оперативных
вмешательств.

Микрофилярицидная
терапия

И при кожной, и
при сердечно-легочной форме болезни одна из наших задач — уничтожить личинок
первой стадии — микрофилярий, для этого используют макролиды. Дозы и кратность
применения макроциклических лактонов точно такие же, как и для профилактики.
Следует избегать значительного превышения рекомендуемых доз, из-за
одномоментной гибели большого количества микрофилярий возможны тяжёлые
иммунологические реакции (шок, депрессия, гипотермия, рвота, летальный
исход). При наличии положительного теста на микрофилярии, перед первой
обработкой макролидами, рекомендуется использовать
кортикостероиды (например,  преднизолон — 1мг/кг орально или
инъекционно) за час до обработки и через 6 часов после обработки. У пациентов в
тяжёлом состоянии мы рекомендуем отложить микрофилярицидную терапию на
несколько дней.

Повторное
тестирование на микрофилярии проводят через 3 месяца после первой обработки
макролидом. Если тест оказался положительным, необходимо продолжить лечение и
сделать тест ещё раз через несколько месяцев. В одном зарубежном
исследовании  в лабораторных условиях была выделена субпопуляция
микрофилярий, которые были менее чувствительны к высоким дозам
макролидов.  Т. е., более высокие дозы препаратов могут оказаться менее
эффективными.

Кожная форма
дирофиляриоза

Инвазия D.repens,
в отличие от сердечно-легочной формы болезни, редко становится угрозой для
здоровья животного и, как правило, к укорочению жизни не приводит. Значительная
или бо́льшая часть пациентов асимптоматична, наиболее специфичны два кожных синдрома
— нодулярный мультифокальный дерматит, локализованный преимущественно в
области морды;  второй синдром проявляется в виде нескольких зудящих
папул, похожих на изменения при саркоптозе. В большинстве случаев инвазии
признаки не специфичны, зуд относительно редко сопровождает заражение. Наиболее
часто встречаются: генерализированный дерматит, очаговая алопеция, царапины и
потёртости.

В клинической
практике диагноз «кожная форма дирофиляриоза» устанавливают, как правило,
сопоставляя результаты нескольких исследований:

• положительный результат теста на
  микрофилярии;
• отрицательный результат теста на
  антиген D.immitis (необходимо повторить тест через 4-6мес);
• отсутствие поражения легочных
  артерий на рентгене;
• отсутствие
  гельминтов на ЭХО.

Профилактика
Ежемесячная обработка животного одним из препаратов, представленных
в таблице 1, является эффективным способом профилактики. 
Профилактические обработки рекомендуется проводить в период лёта комаров и ещё
через месяц, после окончания лёта. Снова начать обработки за месяц до начала
лёта комаров. Допускается также круглогодичная профилактика. Если в регионе
регистрируются и кожная, и сердечно-лёгочная формы дирофиляриоза — крайне важно
проводить обработки макролидом на протяжении всего года.

Профилактика сердечно-лёгочной
формы дирфиляриоза  имеет наиболее важное значения для сохранения здоровья
животных. Тогда как профилактика кожной формы дирофиляриоза у собак наиболее
важное значение имеет для здоровья человека. Человек, хотя и не является
восприимчивым хозяином, однако также может болеть. В подавляющем большинстве
случаев человек болеет именно кожной формой дирофиляриоза. Это грозит
неприятными ощущениями, связанными с перемещением гельминта под кожей,
косметическими дефектами, таким как узлы, нередко на лице, эритемы,  более
чем в 43% случаев развивается поражение глаз. В течение последних трёх лет
наиболее высокая встречаемость дирофиляриоза у человека — в Украине,
России и Индии. На территории СНГ в течение нескольких последних лет тысячи
людей были заражены подкожным дирофиляриозом, в Украине, например, за период
1997-2013гг – 1866 человек.

Лечение
Собакам с кожной формой дирофиляриоза меларсомин не показан, единственное
рекомендуемое специфическое лечение — уничтожение микрофилярий низкими дозами
макролидов на протяжении, как минимум, 8 месяцев, возможно — нескольких
лет, пока не погибнут взрослые особи. Если присутствуют кожные нарушения
— симптоматическая терапия.

5. Гормональные заболевания
5.1 Гиперадренокортицизм
(синдром Кушинга) у кошек

Гиперадренокортицизм
(синдром Кушинга) – это редкое заболевание у кошек. Оно развивается, когда есть
стойкое чрезмерное производство гормона кортизола надпочечниками либо
организм получает их перорально, местно или в виде инъекций. Избыточная
концентрация кортизола приводит к различным отклонениям, включая агрессивность,
слабость и изменения кожи. И хотя гиперадренокортицизм встречается у кошек
реже, чем у собак, он поддаётся лечению труднее, но всё-таки успешное лечение
возможно. Чаще всего болеют кошки среднего и пожилого возраста.
Что такое надпочечники и какие функции они
выполняют?
Надпочечники расположены над почками. Наружный
слой железы, называется корой надпочечников и вырабатывает гормоны: кортизол,
ДГЭА, эстроген и тестостерон. Кортизол является необходимым для жизни, он
выполняет несколько важных функций, которые непосредственно участвуют в
преобразовании протеинов в энергию, высвобождая гликоген, и обладает
противовоспалительным и иммунодепрессивным действием.
Причины возникновения синдрома Кушинга у
кошек и котов Существует три
причины синдрома Кушинга: Ятрогенная (ветеринарная
индуцированная/вызванная). Является результатом чрезмерного количества
кортикостероидов (особенно кортизола), получаемого организмом перорально,
местно или в виде инъекций. Гипераденокортицизм на основе болезни
надпочечников. Как правило, эта форма заболевания является следствием
опухоли коры надпочечников, что вызывает перепроизводство глюкокортикоидов.
Один или оба из надпочечников игнорируют сигнал гормона АКТГ и начинают
производить чрезмерное количество кортикостероидов. Как правило, это результат
доброкачественной или злокачественной опухоли. Примерно 50% опухолей надпочечников
являются раковыми. Гипофизарный гипераденокортицизм – PDH ( болезнь
гипофиза). Микро опухоли в гипофизе можут привести к производству
чрезмерного количества адренокортикотропного гормона (АКТГ). АКТГ стимулирует
надпочечники и они производят слишком много кортизола.
Симптомы синдрома Кушинга у кошек и
котов
Синдрому Кушинга у кошек и котов характерны
следующие симптоы: Повышенная жажда (полидипсия) и увеличение мочеиспускание
(полиурия). Повышенный аппетит (прожорливость). Увеличенный живот. Атрофия
мышц. Выпадение волос (двустороннее симметричное выпадение волос). Тонкая кожа,
которая легко повреждается (синдром хрупкой кожи). Вялость/снижение активности.
Диагностика гиперадренокортицизма у кошек и
котов
В некоторых случаях диагностика производится
заочно на основании истории долгосрочного применения кортикостероидов,
физического обследования и клинических признаков. Диагностическое тестирование
может включать обычные анализы, такие как: Общий анализ крови. Он может
показать увеличенное содержание лейкоцитов. Биохимический профиль. Может
выявить низкое содержание кальция, повышенный уровень холестерина, повышенное
содержание глюкозы, повышенное щелочной фосфатазы и ферментов печени. Анализ
мочи. Существует три основных теста, которые необходимо выполнить, чтобы
поставить окончательный диагноз гипераденокортицизм. Тест АКГТ. Его
принцип основан на измерении концентрации кортизола в сыворотке крови кошки до
и после введения синтетического аналога АКГТ, стимулирующего надпочечники. Тест
LDDST (малая дексаметазоновая проба). Этот тест известен как тест
подавления АКГТ. Он измеряет реакцию надпочечников на АКГТ. Дексаметазон
является синтетический стероид (аналог кортизола), который подавляет АКТГ.
Дексаметазон вводят и измеряется уровень кортизола в крови. Уровень кортизола
должен уменьшаться в ответ на введение дексаметазона. Этот тест может помочь
отличить гипераденокортицизм на основе болезни надпочечников(АДГ) от
гипофизарный гипераденокортицизм – PDH ( болезнь гипофиза). Тест мочи Кортизол:
креатинин (UC: Cr). Содержание кортизола измеряется относительно
содержания креатина. Если отношение этих составляющих нормальное, то синдром
гипераденокортизизма исключается. Рентгенологические исследования. Эти
исследования являются полезными во всех случаях т. к. позволяют реально оценить
состояние всех внутренних органов заболевшего животного, их размеры, опухоли,
метастазы. УЗИ. Это может позволить ветеринару для измерения
надпочечников. В случае спонтанного гиперадренокортицизмом, ветеринар должен
будет установить, какая из двух желез вызывает заболевание.
Лечение гиперадренокортицизма у кошек и
котов
Ятрогенная форма синдрома Кушинга лечится
постепенным снижением дозы принимаемых кортикостероидов или прогестагенов. Если
данные препараты использовались при лечении аллергии у кошек, то может
возникнуть необходимость альтернативы им. В лечении других случаев
гипераденокортицизма возможен выбор из нескольких вариантов, но предпочтение
отдаётся медикаментозной терапии. Медикаментозная
терапия Trilostane (трилостан) Для подавления выработки кортизола
надпочечниками используют множество препаратов, но лишь немногие из них хорошо
действуют на кошек. Трилостан, тормозящий производство кортизола и широко
применяющийся для собак, также эффективен для лечения кошек, поэтому применяется
чаще всего. Таблетки даются один или два раза в день, доза регулируется в
зависимости от реакции на них. Клинические симптомы улучшаются очень медленно,
даже при успешном лечении. 
Адреналэктомия Хирургическое удаление надпочечника может быть
хорошим вариантом лечения в случае, если поражен только один надпочечник
(например, при доброкачественной опухоли).
Гипофизэктомия Это термин, используемый для обозначения
хирургического удаления гипофиза. И хотя технически это возможно, это крайне
сложная операция, которая имеет очень высокие риски и доступна только в
нескольких специализированных центрах. 
Лучевая радиационная терапия При основной опухоли гипофиза радиотерапия
иногда позволяет управлять болезнью, но доступность этого метода
ограничена. 
Прогноз Гиперадренокортицизм у кошек является тяжелым заболеванием с
неясным прогнозом. Само заболевание вылечивается редко, но при соответствующем
лечении многие кошки могут прожит до нескольких лет, сохраняя отличное качество
жизни. Если причиной болезни является злокачественная опухоль, то прогноз
неизбежно ухудшается.

Меры профилактики:

6.1. Вакцинация
животных 

Вакцинация животных – одно
из важнейших профилактических мероприятий, позволяющее защитить их от наиболее
распространенных инфекционных заболеваний.

Современными ветеринарными врачами необходимость вакцинации не
ставится под сомнение. С введением программ поголовной вакцинации животных от
наиболее опасных инфекций резко снизилась смертность наших питомцев. В наиболее
развитых странах вакцинация является обязательной. Подобные меры позволяют
держать под контролем возникновение очагов заболеваний опасных как для
животных, так и для человека (Бешенство, Лептоспироз, Хламидиоз).

Не следует надеяться, что Ваша
комнатная собачка или кошка, не посещающая улицу, не имеет возможность
заразиться. Это возможно при переносе инфекции на Вашей обуви из окружающей
среды (бездомные кошки и собаки практически поголовно являются носителями
вирусных и др. заболеваний).

С какого возраста можно делать
прививку щенку?

— Щенка начиают вакцинировать с 8-недельного возраста, с повторной
вакцинацией в возрасте 12 недель (через 21 день). В случаях, когда требуется
ранняя защита от чумы и парвовирусного энтерита, первую вакцинацию проводят в
возрасте 4-х недель (специально предназначенными для этого вакцинами!) с
повторной вакцинацией по вышеуказанной схеме. Не привитых животных, старше
вышеуказанного возраста, вакцинируют двухкратно с интервалом в 4 недели. Делее
делаю прививку ежегодно один раз в год.

С какого возраста можно
вакцинировать кошку?

— Котенка можно вакцинировать с 8-недельного возраста с
последующей ревакцинацией через 4 недели. Далее прививка делается ежегодно
однократно.

С какого возраста можно
прививать животных от бешенства?

— По законодательству Российской Федерации, а также согласно
инструкции к применяемым вакцинам вакцинировать животных против бешенства
необходимо с 3-х месячного возрата.

Нужно ли вакцинировать старое
животное?

— Да нужно.
Распространен миф о том, что старые животные не нуждаются в прививках, т.к. с
возрастом приобретают иммунитет. Это заблуждение, вероятность инфекционных
заболеваний сохраняется в любом возрасте, более того, у старых животных эти
заболевания могут протекать не типично, что затрудняет диагностику. Вакцинацию
отменяют только при наличии серьезных заболеваний (в любом возрасте).

От каких заболеваний необходимо
делать вакцинацию собаке?

— Как правило, вакцины содержат элементы против чумы плотоядных,
парвовирусного энтерита, аденовирусной инфекции, парагриппа, лептоспироза и
бешенства. К году жизни необходимо привить собаку от всех этих заболеваний.

От каких заболеваний делают
вакцинацию кошке?

— Чаще всего кошек прививают от панлейкопении, ринотрахеита,
кальцивирусной инфекции и бешенства. Некоторые вакцины содержат компонент
против хламидиоза (предпочтительнее).

Как правильно подготовить
животное к вакцинации?

— За 10-14 дней до вакцинации необходимо дать животному
глистогонное средство. Прививают только клинически здоровых животных.

Какая бывает реакция на
прививку?

— Считается нормой, если в течение нескольких дней после
вакцинации проявляется некоторая вялость, сонливость, снижение аппетита,
припухлость в месте введения. Патологией считают аллергические реакции (бывает
редко). Это может быть реакция немедленного типа – развивается в течение 15-20
минут после инъекции, характеризуется отеком, затруднением дыхания, потерей
сознания. Замедленная – в течение последующих дней, проявляется кожными
реакциями, зудом, покраснением в месте введения вакцины, отеком. Другие
возможные симптомы: диарея, рвота, повышение температуры и т.п. так же являются
патологией. При появлении этих симптомов после вакцинации необходимо обратиться
к ветеринару!

Необходимо ли прививать
кроликов?

— Да кроликов
прививают с 1,5 мес. против миксоматоза и геморрагической болезни. Повторяют
вакцинацию каждые 9 мес. Кроме того делают прививку от бешенства.

Конечно, периодический профилактический медосмотр проводит ветеринар. Он же и назначает различные анализы,
однако не всегда понятно, что же означают их результаты. В этой главе вы
узнаете, что означют показатели копрограммы у собак и кошек.

Копрограмма
животных

Копрологическое
исследование или анализ кала у собаки в совокупности с другими методами
диагностики позволяет выявить причины нарушений работы пищеварительного тракта,
оценить качество переваривания корма, обнаружить эндопаразитов.

При выполнении
анализа кала у собаки проводят макроскопическое и микроскопическое исследования.
Определяют количество, консистенцию, форму, цвет, запах, наличие видимых глазу
остатков пищи, патологических примесей, паразитов.
Количество кала зависит от частоты актов дефекации, количества и качества пищи,
качества переваривания и всасывания пищи, наличия патологических примесей.
При употреблении легкоусвояемой пищи (мясо) количество кала меньше, чем при
употреблении большого количества растительно клетчатки.
При недостаточности действия ферментов или их отсутствии (панкреатиты),
ахилических состояниях желудка количество кала увеличивается за счёт
непереваренных пищевых масс.
Частота актов дефекации у собак в норме в среднем составляет 1-2 раза в сутки,
при энтеритах испражнения обильные, несколько раз в сутки.
У здоровых животных цвет кала имеет разные оттенки коричневого цвета, что
зависит от содержания стеркобилина, мезобилифусцина, образующихся из билирубина
под воздействием нормальной микрофлоры кишечника. Цвет зависит также от
особенностей рациона.
При энтеритах нередко обнаруживаются эндопаразиты в кале. Это могут быть
простейшие или яйца гельминтов. Для их обнаружения крайне важно собрать и
принести в лабораторию свежую порцию кала. Лучше, если кал будет исследован не
позднее 3-5ти часов после акта дефекации. Гельминтов и простейших можно выявить
не в каждой порции кала, поэтому часто требуется серия исследований.
Кал собирают в специальный стерильный контейнер. В контейнер кладётся вся
порция кала, вышедшая при дефекации. Очень важно положить в эту порцию кровь
или слизь, которые часто могут выделяться с калом при различных патологиях.
Сдача анализа в немедицинских ёмкостях, таких как банки, пакеты, коробочки,
баночки от кремов и пр. значительно ухудшает корректность выполненного анализа,
так как промыть все эти предметы в домашних условиях от посторонних примесей
невозможно.

КОНСИСТЕНЦИЯ 
В норме – плотный, оформленный. 
Плотный, оформленный, кроме случаев нормы – при недостаточности желудочного
пищеварения. 
Мазевидный – причины: 
1.    Недостаточность желудочного пищеварения; 
2.    Отсутствие поступления желчи. 
Жидкий – причины: 
1.    Недостаточность пищеварения в тонкой кишке (гнилостная
диспепсия или ускоренная эвакуация); 
2.    Недостаточность пищеварения в толстой кишке (колит с
изъязвлениями, повышенная секреторная функция). 
Кашицеобразный – причины: 
1.    Бродильная диспепсия; 
2.    Колит с поносом и ускоренной эвакуацией из толстой
кишки. 
Пенистый – при бродильной диспепсии. 
Очень плотный («овечий») – при колите с запором. 

ЦВЕТ
В норме – коричневый. 
Чёрный (дегтеобразный) – при желудочно-кишечных
кровотечениях. 
Тёмно-коричневый – причины: 
1.    Недостаточность желудочного
пищеварения; 
2.    Гнилостная диспепсия; 
3.    Колит с запором; 
4.    Колит с
изъязвлениями; 
5.    Повышенная секреторная
функция толстой кишки; 
6.    Запор. 
Светло-коричневый – при ускоренной эвакуации из
толстой кишки. 
Красноватый – при колите с изъязвлениями. 
Жёлтый – причины: 
1.    Недостаточность пищеварения
в тонкой кишке; 
2.    Бродильная диспепсия. 
Светло-жёлтый – при недостаточности поджелудочной
железы. 
Серовато-белый – при непоступлении желчи в
кишечник. 
ЗАПАХ 
В норме – каловый, нерезкий,
специфический. 
Гнилостный – причины: 
1.    Недостаточность желудочного
пищеварения; 
2.    Гнилостная диспепсия; 
3.    Колит с запором; 
4.    Двигательный расстройства
кишечника. 
Зловонный – причины: 
1.    Нарушение секреции
поджелудочной железы; 
2.    Отсутствие поступления
желчи; 
3.    Повышенная секреторная
функция толстой кишки. 
Слабый – причины: 
1.    Недостаточность пищеварения
в толстой кишке; 
2.    Запоры; 
3.    Ускоренная эвакуация из
толстой кишки. 
Резкий – при колите с изъязвлениями. 
Кислый – при бродильной диспепсии. 
Масляной кислоты – при ускоренной эвакуации из
толстой кишки. 
РЕАКЦИЯ 
В норме – нейтральная, слабокислая. 
Слабоосновная – при недостаточности 
пищеварения в тонкой кишке. 
Основная – причины: 
1.    Недостаточность желудочного
пищеварения; 
2.    Нарушение секреции
поджелудочной железы; 
3.    Колит с запорами; 
4.    Колит с
изъязвлениями; 
5.    Повышенная секреторная
функция толстой кишки; 
6.    Запоры. 
Резкоосновная – при гнилостой диспепсии. 
Резкокислая – при бродильной диспепсии. 
СТЕРКОБИЛИН 
В норме присутствует. 
Причины понижения: 
1.    Паренхиматозные
гепатиты; 
2.    Холангиты. 
Повышается – при гемолитических анемиях. 
БИЛИРУБИН 
В норме отсутствует. 
Причины появления: 
1.    Усиленная
перистальтика; 
2.    Ускоренная эвакуация из
кишки; 
3.    Длительный приём
антибиотиков и сульфаниламидов (подавление микрофлоры кишечника – при
дисбактериозе). 
РАСТВОРИМЫЙ
БЕЛОК
В норме отсутствует. 
Причины появления: 
1.    Гнилостная диспепсия; 
2.    Колит с
изъязвлениями; 
3.    Повышенная секреторная
функция толстой кишки; 
4.    Кровотечения; 
5.    Воспалительные процессы в
желудочно-кишечном тракте. 
МЫШЕЧНЫЕ
ВОЛОКНА
В норме отсутствуют или определяются в небольших
количествах. 
Причины появления: 
1.    Недостаточность желудочного
пищеварения; 
2.    Нарушение секреции
поджелудочной железы; 
3.    Нарушение процессов
всасывания в кишечнике; 
Наличие мышечных волокон в кале сопровождается
картиной гнилостной диспепсии. 
СОЕДИНИТЕЛЬНОТКАННЫЕ
ВОЛОКНА
В норме отсутствуют. 
Причины появления: 
1.    Недостаточность желудочного
пищеварения; 
2.    Функциональная
недостаточность поджелудочной железы. 
НЕЙТРАЛЬНЫЙ
ЖИР
В норме отсутствует. 
Причина появления – недостаточность секреторной
функции поджелудочной железы. 
ЖИРНЫЕ
КИСЛОТЫ
В норме отсутствуют. 
Причины обнаружения: 
1.    Отсутствие поступления
желчи; 
2.    Недостаточность
переваривания в тонкой кишке; 
3.    Ускоренная эвакуация из
тонкой кишки; 
4.    Бродильная диспепсия; 
5.    Недостаточность секреции
поджелудочной железы; 
6.    Ускоренная эвакуация из
толстой кишки. 
МЫЛА 
В норме присутствуют в небольших
количествах. 
Появляются в кале в избыточных количествах во
всех состояниях, перечисленных для жирных кислот, нос тенденцией к
запорам. 
КРАХМАЛ 
В норме не обнаруживается. 
Причины определения: 
1.    Нарушение секреторной
функции поджелудочной железы; 
2.    Недостаточность пищеварения
в тонкой кишке; 
3.    Бродильная диспепсия; 
4.    Ускоренная эвакуация из
толстой кишки; 
5.    Недостаточность желудочного
пищеварения. 
ЙОДОФИЛЬНАЯ
ФЛОРА
В норме не обнаруживается. 
Причины появления: 
1.    Недостаточность
переваривания в тонкой кишке; 
2.    Ускоренная эвакуация из
толстой кишки; 
3.    Бродильная диспепсия; 
4.    Нарушение секреции
поджелудочной железы. 
ПЕРЕВАРИМАЯ
КЛЕТЧАТКА
В норме отсутствует. 
Причины появления: 
1.    Недостаточность желудочного
пищеварения; 
2.    Гнилостная диспепсия; 
3.    Отсутствие поступления
желчи; 
4.    Недостаточность пищеварения
в тонкой кишке; 
5.    Ускоренная эвакуация из
толстой кишке; 
6.    Бродильная диспепсия; 
7.    Недостаточность секреции
поджелудочной железы; 
8.    Колит и изъязвлениями. 
СЛИЗЬ 
В норме отсутствует. 
Причины определения: 
1.    Колит с запорами; 
2.    Гнилостная диспепсия; 
3.    Повышенная секреторная
функция толстой кишки; 
4.    Запоры. 
ЭРИТРОЦИТЫ 
В норме отсутствуют. 
Причины проявления: 
1.    Колит с изъязвлениями; 
2.    Дизентерии; 
3.    Полипы и новообразования
толстой кишки. 
СКРЫТАЯ
КРОВЬ
Скрытая кровь – кровь, не изменяющая цвета кала
и не определяемая макро- и микроскопически. В норме с калом выделяется менее 2
мл крови (2 мг гемоглобина на 1 г кала). 
В норме не обнаруживается при правильной
подготовке больного животного. 
Правильная подготовка животного для исследования
кала на скрытую кровь: за 3 суток до исследования из рациона исключают мясные
корма, отменяют аскорбиновую кислоту, препараты железа, нестероидные
противовоспалительные препараты. 
Реакция на скрытую кровь может быть
слабоположительной (+), положительной (++ и +++) и резко положительной (++++),
в зависимости от скорости появления реакции (окрашивания) и интенсивности
окраски. 
Причины ложноположительной реакции: 
1.    Нарушения подготовки
животного для исследования кала на скрытую кровь; 
2.    Излишне высокая
чувствительность реактивов. 
Причины ложноотрицательной реакции – низкая
чувствительность реактивов. 
Причины положительной реакции: 
1.    Язвы желудка и
двенадцатиперстной кишки; 
2.    Первичные и метастатические
опухоли пищевода, желудка, кишечника; 
3.    Идиопатические хронические
язвенные колиты, эозинофильные язвенные колиты; 
4.    Инвазия гельминтами,
травмирующими стенку кишечника; 
5.    При попадании в
пищеварительный тракт крови из рта, гортани, заглатывании крови при носовых
кровотечений. 
ЛЕЙКОЦИТЫ
В норме отсутствуют. 
Причины появления: 
1.    Колит с
изъязвлениями; 
2.    Распад новообразования
кишечника. 
КРИСТАЛЛЫ
ОКСАЛАТА КАЛЬЦИЯ
В норме отсутствуют. 
Причина появления – недостаточность желудочного
пищеварения. 
КРИСТАЛЛЫ
ШАРКО – ЛЕЙДЕНА
В норме отсутствуют. 
Появляются при попадании в кал эозинофильных
гранулоцитов. 
Причины: 
1.    Аллергия; 
2.    Глистная инвазия; 
3.    Эозинофильные колиты или
энтероколиты. 
КРИСТАЛЛЫ
ГЕМОСИДЕРИНА
В норме отсутствуют. 
Причины появления – кишечные кровотечения. 
ЯЙЦА
ГЕЛЬМИНТОВ
В норме не встречаются. 
Выявляются при различных гельминтозах. 
ПРОСТЕЙШИЕ 
Патогенные простейшие в норме не
встречаются. 
Определяются патогенные простейшие в оформленном
кале в виде цист. Для обнаружения вегетативных форм необходимо исследовать кал
ещё в тёплом состоянии.
Нужно учитывать, что в коле могут встречаться
непатогенные простейшие, которые нужно дифференцировать от патогенных. 
Из патогенных простейших могут
встречаться: 
1.    Кокцидии семейства Isospora
– Cystoisospora canis и Cystoisospora ohioensis – обнаруживаются ооцисты
(собаки); 
2.    Giardia canis (собаки) и
Giardia spp. (кошки) – обнаруживаются ооцисты в кале или подвижные трофозоиды
при микроскопии свежих каловых мазков; 
3.    Сryptosporidium sp. (собаки
и кошки) – обнаруживают ооцисты в кале.

7. Зачем телятам масляная кислота

Зачем
телятам масляная кислота?

Масляная
кислота. Любое упоминание о ней вызывает негативную реакцию у большинства
специалистов, связанных с кормлением крупного рогатого скота. Если же спросить
о необходимости масляной кислоты для организма телят, то ответом чаще всего
будет… не будем писать. 

Тем
не менее, попытаемся дать более конкретный ответ на данный вопрос.

Итак
по порядку: Масляная кислота – это короткоцепочечная летучая жирная кислота
(СН3-СН2-СН2-СООН). Бесцветная жидкость с запахом прогорклого масла. Соли и
эфиры масляной кислоты называют бутиратами.

Что
же хорошего может дать телятам эта плохо пахнущая жидкость? Откуда ей взяться в
организме молочного телёнка? Ведь в молочный период основным кормом телят
является молоко либо заменители цельного молока, а в них масляной кислоты нет и
никогда не было.

Телята
– это в первую очередь будущие коровы, т.е. жвачные животные. Значит наша цель
– быстро и правильно развить рубец телёнка.

Необходимо
помнить:

У
новорождённого телёнка рубец ПУСТ! В нём НЕТ БАКТЕРИЙ!

Необходимо
спровоцировать и помочь быстрому заполнению рубца необходимой микрофлорой!

Для
того чтобы заселить рубец телёнка микрофлорой, необходимо эту будущую
микрофлору обеспечить кормом. А как это сделать, если молоко и ЗЦМ проходят
транзитом, минуя рубец, непосредственно в сычуг? Если же молоко или ЗЦМ
попадают в рубец, то развивается вовсе не рубец, а диарея у телёнка.

До
сих пор бытует мнение, что телятам необходимо сено. Однако если взглянуть на
рис.1, то можно увидеть, что бактерии, способные ферментировать целлюлозу
(клетчатку) и извлекать из неё энергию, начинают появляться в рубце только с
недельного возраста. Эти бактерии неспособны переварить клетчатку сена даже
когда телёнок достигает 2-х недельного возраста. К тому же обычно качество сена
оставляет желать лучшего, клетчатку такого сена с трудом переваривает
микрофлора рубца взрослой коровы.

Что
необходимо для того, чтобы рубец телёнка стал функционировать так же, как рубец
взрослой коровы?

1.
Стенка рубца должна иметь максимальное количество ворсинок на см2

2.
Ворсинки стенки рубца должны быть длинными и хорошо развитыми

3.
Сильная мускулатура стенки рубца

…

10.
Размер рубца (сено)

Из
условия видно, что собственно размер рубца стоит на самом последнем месте и что
сено как раз влияет на размер рубца, а не на развитие ворсинок.

Так
что же напрямую влияет на развитие ворсинок рубца?

Всем
известно, что коровы питаются кислотами, летучими жирными кислотами, которые
вырабатываются у них в рубце. Основная роль ЛЖК – это обеспечение организма
коровы необходимым количеством энергии. ЛЖК, которые образуются в рубце коровы,
поставляют до 70% всей энергии, используемой животным. В рубце взрослой коровы
образуются различные виды летучих жирных кислот: уксусная, пропионовая,
молочная и масляная кислоты. Зачем же взрослая корова у себя в рубце
вырабатывает такую «гадость» как масляная кислота? Природа никогда ничего не
делает зря. Масляная кислота жизненно необходима рубцу коровы, так именно она
напрямую стимулирует рост и развитие ворсинок стенки рубца!

Основу
рациона коров составляют грубые корма (сено, солома, сенаж, силос), которые
называются так буквально, потому что они просто грубы на ощупь. Не последним
качеством этих кормов является то, что они раздражают стенки рубца, колют их, и
заставляют рубец сокращаться, т.е. перемешивать пищу внутри. Но ещё грубые
корма очень активно истирают ворсинки, тем самым, уменьшая всасывающую
способность рубца. По этой самой причине корове необходимо вновь и вновь
восстанавливать, регенерировать ворсинки стенок рубца. И помогает ей в этом
масляная кислота. И именно масляная кислота необходима организму телёнка для
стимулирования роста и развития ворсинок рубца.

Масляная
кислота в рубце телёнка образуется как продукт жизнедеятельности бактерий,
которые переваривают углеводы, сахара и полисахариды. Такие бактерии начинают
заселять рубец телёнка раньше, чем бактерии переваривающие клетчатку. Поэтому
их и необходимо кормить в первую очередь. А для этого необходимо предоставить
необходимый корм – источник всех этих сахаров и полисахаридов. Нет ничего
проще, скажете вы! Давайте дадим телятам зерно! И будете не правы.

Зерно
в оболочке будет слишком активно раздражать рубец телёнка. И телёнок
постарается эвакуировать такой источник раздражения из рубца как можно быстрее.
То есть зерно отправится в сычуг, где и переварится под воздействием соляной
кислоты. И на развитие микрофлоры рубца, образование масляной кислоты никакого
влияния зерно в оболочке оказать не сможет, просто не успеет.

Размол
зерна. Уже лучше, но не предел мечтаний. Чем крупнее будет размол, тем тяжелее
его будет переварить бактериям рубца. Чем мельче будет размол, тем менее интересным
он будет для самого телёнка, т.е. будет не аппетитен. И не стоит забывать о
белках, необходимых для развития мускулатуры рубца, да и всей мышечной массы
телёнка. В зерне содержится максимум 12% сырого протеина. Последние же
исследования показывают, что телята должны получать корм с содержанием протеина
не ниже 17%.

Что
же получилось в итоге? В итоге масляная кислота не так уж и страшна. Более
того, для рубца коров, и в особенности телят, масляная кислота просто
незаменима, так как напрямую влияет на рост и развитие ворсинок рубца, то есть
на будущую продуктивность.

Источник: www.tehkorm.ru